Empleo de reguladores de crecimiento para la formación de cloroplastos en callos de arroz (variedad Jucarito-104) cultivados en luz y oscuridad
Resumen
Para promover la formación de cloroplastos en callos de arroz se analizó la influencia de combinaciones de 2,4-D y kinetina, así como el efecto de la luz y la oscuridad sobre la callogénesis y regeneración de plantas. Para detectar la clorofila se tomaron muestras de callos inmediatamente antes de ser transferidos al medio de regeneración, y a las 12, 24, 48 y 72 horas de cultivo en este medio y se observaron al microscopio de fluorescencia. La combinación de 1.0mg.l-1 de 2,4-D y 2.5mg.l-1 de kinetina no afectó significativamente la calidad de la callogénesis respecto al control sin kinetina, lo cual es conveniente pues la inclusión de kinetina en el medio de formación de callos puede favorecer el desarrollo de los plastidios. La formación de callos en la luz fue menos eficiente que en la oscuridad y afectó el porcentaje de plantas regeneradas. A las 24 horas de cultivo en regeneración se detectó la clorofila por fluorescencia, indicando la presencia de cloroplastos en células meristemáticas en diferenciación. A las 72 horas se observaron incontables conglomerados fluorescentes. En los callos formados sin kinetina la clorofila fue detectada por primera vez al cuarto día en forma de pequeños puntos fluorescentes.
Palabras clave: citoquinina, clorofila, regeneración
Referencias
Ammirato PV (1987) Organizational events during somatic embryogenesis. En: Green, CE, Somers DA, Hackett WP y Biesboer DD (eds) Plant Tissue and Cell Culture. pp. 57-81. Alan R. Liss. Inc New York
Atak C, Emiroglu O, Alikamanoglu S, Rzakoulieva A (2003) Stimulation of regeneration by magnetic field in soybean (Glycine max L Merrill) tissue cultures. Journal of Cell and Molecular Biology 2: 113-119
Benková E, Witters E, Van Dongen W, Kolar J, Motyka V, Brzobohaty, Van Onckelen HA, Machackova I (1999) Cytokinins in tobacco and wheat chloroplasts. Occurrence and changes due to light/dark treatment. Plant Physiology 121: 245-251
Briantais J M, Vernotte C, Krause GH, Weis, E (1986) Chlorophyll fluorescence of higher plant chloroplasts and leaves. En: Govindjee J, Amesz and D.J. Fork (eds) Light emission by plants and photosynthetic bacteria. pp. 539-577. Academic Press, New York
Chowdhry CN, Tyagi AK, Maheshwari N, Maheshwari SC (1993) Effect of l-proline and l-tryptophan on somatic embryogenesis and plantlet regeneration of rice (Oryza sativa L. cv. Pusa 169) Plant Cell Tissue and Organ Culture 32(3): 357-361
Chu CC, Wang CC, Sun CS, Hsu C, Chu CY, Bin FY (1975) Establishment of an efficient medium for anther culture of rice through comparative experiment on the nitrogen sources. Scientia Sinica 18: 659-668
Coll Y, Pujol M, Castillo D, González A, Alfonso J, Armas R (1998) Improvement of Indica rice (Oryza sativa L) in vitro regeneration efficiency form callus mediated by stress. Cereal Research Communications 26(2): 153-160
Dufourmantel N, Pelissier B, Garcon F, Peltier G, Ferullo JM (2004) Generation of fertile transplantomic soybean. Plant Molecular Biology 55: 479-489
Dufourmantel N, Tissot G, Goutorbe F, Garcon F, Muhr C (2005) Generation and analysis of soybean plastid transformants expressing Bacillus thuringiensis Cry 1Ab protoxin. Plant Molecular Biology 58: 659-668
Guda C, Lee, SB, Daniell, H (2000) Stable expression of a biodegradable protein-based polymer in tobacco chloroplast. Plant Cell Report 19: 257-262
Hajdukiewicz, PTJ, Gilbertson L, Staub JM (2001) Multiple pathways for Cre/lox-mediated recombination in plastids. Plant Journal 27: 161–170
Khan MS y Maliga, P (1999) Fluorescent antibiotic resistance marker for tracking plastid transformation in higher plants. Nature Biotechnology 17: 910-915
Kumar S, Dhingra A, Daniell H (2004a) Plastid-expressed betaine aldehyde dehydrogenase gene in carrot cultured cells, roots and leaves confers enhanced salt tolerance. Plant Physiology 136: 2843-2854
Kumar S, Dhingra A, Daniell H (2004b) Stable transformation of the cotton plastid genome and maternal inheritance of transgenes. Plant Molecular Biology 56: 203-216
Lee SM, Kang K, Chung H, Yoo SH, Xu XM, Lee SB, Cheong JJ, Daniell H, Kim M (2006) Plastid transformation in the monocotyledonous Cereal Crop, rice (Oryza sativa) and transmission of transgenes to their progeny. Molecules and Cells 21(3): 401-410
Mullet J (1993) Dynamic regulation of chloroplast transcription. Plant Physiology 103: 309-313.
Murashige, T, Skoog F (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 5: 473-497
Pérez M, Coll Y, González A, Alfonso-Rubí J, Armas R, Hernández CA, Pujol M (2002) Influencia de la fuente de carbono y el agente gelificante sobre la regeneración de arroz Indica variedad IACuba-28. Biotecnología Vegetal 2(3): 163-166
Rueb S, Leneman M, Schilperoort RA, Hensgens LAM (1994) Efficient plant regeneration throught somatic embryogenesis from callus induced from mature rice seeds. Plant Cell Tissue and Organ Culture 36(2): 259-264
Ruf S, Hermann M, Berger IJ, Carrer H, Bock R (2001) Stable genetic transformation of tomato plastids and expression of a foreign protein in fruits. Nature Biotechnology 19 (9):826-7
Silhavy, D, Maliga P (1998) Plastid promoter utilization in a rice embryogenic cell culture. Current Genetic 34: 67-70
Thorpe, TA (1988) Organogenesis in vitro. Structural, physiological and biochemical aspects. En: IK Vasil (eds) International review of Cytology. Supplement 11A, perspectives in Plant Cell and Tissue culture pp. 71-112, Academic Press, New York
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