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RESEÑA BIBLIOGRÁFICA
Biotecnología
Vegetal Vol. 12, No. 3: 131 - 142, julio - septiembre, 2012
ISSN 2074-8647,
RNPS: 2154 (Versión electrónica)
ISSN 1609-1841,
RNPS: 0397 (Versión impresa)
Aspectos básicos de la propagación in vitro del género Pinus por organogénesis
Basic aspects of in vitro propagation of Pinus genus by organogenesis
Maité Chávez*, Manuel de Feria. *Autor para la correspondencia.
Instituto de Biotecnología de las Plantas, Universidad Central Marta Abreu de Las Villas, Carretera a Camajuaní km 5.5, Santa Clara, Villa Clara, Cuba. CP 54 830. e-mail: maite@ibp.co.cu
RESUMEN
La regeneración de plantas in vitro del género Pinus por embriogénesis somática ha sido muy estudiada. Sin embargo, el establecimiento in vitro de plantas a partir brotes apicales y su multiplicación han sido alternativas menos analizadas y en consecuencia se ha limitado la obtención de plantas regeneradas por organogénesis capaces de logar con éxito la supervivencia en la fase de aclimatización. El presente trabajo se realizó con el objetivo de presentar una revisión de la literatura científica sobre la propagación in vitro por organogénesis del género Pinus, incluyendo un análisis de los principales factores que de alguna forma podrían afectar el éxito de la regeneración de plantas por este método, con énfasis en la formación de raíces tanto in vitro como ex vitro.
Palabras clave: brotes apicales, enraizamiento ex vitro, enraizamiento in vitro, pino, regeneración de plantas.
ABSTRACT
Plant regeneration in vitro of Pinus genus by somatic embryogenesis has been long studied. However, the in vitro establishment of plants from apical shoots and in vitro multiplication of these shoots have been an alternative less studied. Therefore the production of plants, regenerated by organogenesis, able to survive in the acclimatization phase, has been limited. This work aims to present a review of the literature about the in vitro propagation by organogenesis of the genus Pinus, including an analysis of the main factors that could, somehow, affect the success of plant regeneration by this method with emphasis on in vitro and ex vitro root formation.
Key words: apical shoots, ex vitro rooting, in vitro rooting, plants regeneration, pine.
CONTENIDO
INTRODUCCIÓN
ESTABLECIMIENTO IN VITRO
MULTIPLICACIÓN IN VITRO
Etapa de elongación
Tipo de explante inicial
Tipo y concentración de nutrientes
inorgánicos
Reguladores del crecimiento
FASE DE ENRAIZAMIENTO
Enraizamiento in vitro
Enraizamiento ex vitro
Factores que podrían afectar el enraizamiento tanto in vitro como ex vitro
Tipo y concentración de la auxina
Formas de aplicación de la auxina
Número de subcultivos
Tipo de brote
Concentración de sales
Influencia de la sacarosa
FASE DE ACLIMATIZACIÓN
CONCLUSIONES
REFERENCIAS
INTRODUCCIÓN
La propagación in vitro en coníferas se ha logrado tanto por organogénesis, como por embriogénesis somática. Particularmente en el género Pinus, la embriogénesis somática ha sido el método de regeneración de plantas más estudiado (Pullman et al., 2005; Salanova et al., 2007; Klimaszewska et al., 2007). Sin embargo, se ha descrito que en ocasiones se limita la formación del callo y se producen pocos embriones somáticos por gramo de masa fresca (Lelu et al., 2006; Maruyama et al., 2007). Estos autores explicaron, que entre otras razones, estos resultados se deben a la influencia del genotipo, la composición del medio de cultivo y al difícil control del desarrollo uniforme de todas semillas en un lote de conos.
A todo lo anterior
se deben añadir algunas observaciones recientes, no publicadas aun en
la literatura científica que se refieren a que no se están logrado
los mismos niveles de
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formación de callos a partir de los embriones cigóticos inmaduros,
al parecer relacionado con los cambios climáticos que a nivel global
se han venido produciendo en los últimos tiempos y que en alguna medida
han afectado los plazos que con anterioridad estaban fijados para la colecta
de los conos inmaduros.
Por último, y no menos importante, hay que tener en cuenta que para aplicar, con fines comerciales, la regeneración de plantas de pino por embriogénesis somática a partir de embriones cigóticos, es necesario haber desarrollado previamente programas de mejoramiento genético a partir de pruebas de progenies, realizar selecciones genéticas y luego establecer huertos para producir las semillas de las plantas mejoradas genéticamente (Klimaszewska et al., 2007) lo cual consume tiempo y requiere de muchos recursos.
En el caso de la regeneración de plantas de pino por organogénesis, aunque menos estudiado, se ha desarrollado a partir de la brotación de yemas axilares y la inducción de yemas adventicias. La primera emplea ápices, yemas laterales y microestacas, mientras que la inducción de yemas adventicias se produce sobre el explante, previa formación de un callo a partir de meristemos preexistentes o tejido no meristemático. Estas yemas se originan de una o varias células cuando se cultivan con concentraciones elevadas de citoquininas. Según Nandwani et al. (2001), los estudios realizados sobre la regeneración de especies coníferas a partir de brotes adventicios permitieron obtener importantes progresos.
Cuando se han empleado ápices, se utilizan brotes juveniles de 0.5 a 1.0 cm de longitud que se colocan en medios de cultivo para promover la brotación lateral a partir de yemas pre-formadas. Estos nuevos brotes pueden multiplicarse y enraizarse para lograr la formación de una planta completa (Niella y Rocha, 2004).
La micropropagación
tiene el potencial de multiplicar rápidamente genotipos de alto valor
para la reforestación. En pino, la mayoría de los trabajos realizados
para su propagación in vitro, han utilizado embriones cigóticos
inmaduros y maduros como material vegetal inicial (Nehra et al., 2005;
Lelu et al., 2006; Pullman y Skryabina, 2007), a partir de los
cuales, se han regenerado plantas por organogénesis (Tang et al.,
2004; Tang y Newton, 2005; Cantillo et al., 2011) y embriogénesis
somática (Nehra et al., 2005; Vales et al., 2007).
El presente trabajo se realizó con el objetivo de presentar una revisión de literatura científica sobre la propagación in vitro del género Pinus por organogénesis. Incluye un análisis de los principales factores que de alguna forma podrían afectar el éxito de la regeneración de plantas por este método, con énfasis en la formación de raíces tanto in vitro como ex vitro.
ESTABLECIMIENTO IN VITRO
En esta fase del proceso de propagación in vitro, el empleo de brotes apicales ha sido una alternativa poco estudiada. Esto ha sido dado fundamentalmente porque la respuesta in vitro del material vegetal durante el proceso de propagación in vitro no ha sido buena. En muchos casos ha estado condicionada por la influencia del genotipo, la edad en campo y las características de las plantas donantes. Ello ha derivado en que los coeficientes de multiplicación y los porcentajes de formación de raíces in vitro que se han obtenidos en muchas especies del género Pinus, hayan sido descritos como bajos (Parasharami et al., 2003; Prehn et al., 2003).
La propagación in vitro a partir de árboles adultos siempre ha sido difícil debido a problemas tales como el establecimiento de cultivos asépticos (severa contaminación microbiana), la influencia de la época del año en la respuesta in vitro, o a la acumulación de determinados metabolitos secundarios que provocan fenolización (Agrawal et al., 2002). Según Korban y Sul (2007), en algunas especies de coníferas las plantas obtenidas de semillas pueden servir como plantas madre en casas de cultivo y ser fuentes de nuevos brotes, si se mantienen y crecen bien, los cuales pueden ser utilizados como material vegetal para establecer in vitro.
Por ejemplo, en varias especies e híbridos del género Larix, un árbol conífero que se caracteriza por su rápido crecimiento, Ewald (2007) utilizó plantas de semilleros para obtener los brotes que finalmente estableció in vitro.
Este mismo autor también demostró que fue posible establecer plantas in vitro a partir de árboles adultos pero al final del invierno, ya que por la pérdida de las agujas en esa época del año se facilitó y fue más efectiva la desinfección de los brotes.
Por su parte, de Feria et al. (2008), describieron en Pinus caribaea Morelet var. caribaea Barret y Golfari la utilización de plantas de semilleros para el establecimiento de un banco de plantas donantes, a partir de las cuales caracterizaron los tipos de brotes que debían ser empleados para lograr elevados porcentajes (90%) de establecimiento in vitro de esta especie. En este mismo estudio, estos autores también lograron obtener buenos resultados en el desarrollo de los brotes apicales establecidos in vitro al adicionar al medio de cultivo 6.66 µM de 6-Bencilaminopurina (6-BAP), pues con esa concentración obtuvieron la mayor longitud promedio de los brotes establecidos in vitro (2.58 cm) y el mayor porcentajes de brotes con las yemas axilares engrosadas (70%).
MULTIPLICACIÓN IN VITRO
La regeneración de plantas por organogénesis, ha sido un método que ha demostrado ser eficiente en la propagación comercial de muchas especies vegetales. Existen investigaciones que refieren la regeneración de plantas de pino por organogénesis, pero a partir de embriones cigóticos (Tang et al., 2004; Tang y Newton, 2005; Alonso et al., 2006; Cantillo et al., 2011). Sin embargo, el empleo de explantes tales como brotes apicales, yemas axilares, acículas, etc., para el establecimiento in vitro de plantas de pino han sido alternativas menos estudiadas. Por lo tanto, pocos trabajos describen resultados en la fase de multiplicación a partir de haber establecido in vitro estos tipos de explantes.
Según Bonga y Von Aderkas (1992), en algunas coníferas, la regeneración de plantas por organogénesis a partir de yemas axilares, ha sido eficaz y en años más recientes se ha podido desarrollar este proceso incluso a partir de árboles adultos (De Diego et al., 2008).
Sin embargo, en
Cuba, con respecto al género Pinus existen pocas investigaciones
sobre el tema y tampoco se han desarrollado protocolos que se apliquen comercialmente
para la propagación in vitro de ninguna de las especies de pino
plantadas en el país (Cantillo et al., 2011).
Autores como de Feria et al. (2009), desarrollaron un protocolo para el establecimiento in vitro de brotes apicales y lograron multiplicar plantas in vitro con coeficientes de multiplicación de 2.87 y una longitud promedio de los nuevos brotes de 2.70 cm.
Sin embargo, en general, a lo largo de los años se ha observado que no ha ocurrido así con la mayoría de las especies coníferas y en la práctica, con el empleo de este método de regeneración, no se ha podido llegar a una etapa de aplicación (Bonga et al., 2010).
Desarrollar la propagación in vitro por organogénesis a partir de plantas donantes obtenidas de semillas o revigorizadas a partir de estacas de árboles seleccionados, permitiría multiplicar nuevos clones obtenidos mediante trabajos de selección y mejoramiento genético durante muchos años y permitiría mantener la diversidad biológica fruto de muchos de años de evolución, moldeada por los procesos naturales y cada vez más, por la influencia del ser humano.
Respecto a la composición del medio de cultivo, en el caso particular de los reguladores del crecimiento, las citoquininas han sido muy eficaces para estimular la iniciación directa o indirecta de brotes in vitro (van Staden et al., 2008). Según estos autores, sus efectos en el cultivo de tejidos y órganos pueden variar en función del tipo de citoquinina, la concentración empleada en el medio de cultivo, si el material vegetal a establecer in vitro se obtiene de tejido juvenil o tejido adulto, puede variar además, en función de la especie vegetal y del método empleado para la regeneración de las plantas.
Tang y Guo (2001) emplearon con éxito Kinetina en la formación de brotes de Pinus pinea L. Por parte, de Feria et al. (2009) observaron cómo la respuesta in vitro de las plantas de Pinus caribaea var. caribaea varió en función de la concentración de 6-BAP adicionada al medio de cultivo. Por ejemplo, la longitud de la planta principal fue mayor en ausencia de este regulador del crecimiento o al adicionar bajas concentraciones.
Según van Staden et al. (2008) al utilizar altas concentraciones de citoquininas en la fase de multiplicación, los brotes que se obtienen reducen su desarrollo en longitud, resultado similar al descrito anteriormente.
En este sentido, de Feria et al. (2009) informaron que el coeficiente de multiplicación de P. caribaea var. caribaea multiplicadas in vitro, fue mejor al emplear una concentración de 6.66 µM de 6-BAP en detrimento de concentraciones por encima y por debajo del valor mencionado. Autores como Kumar et al. (2005) ya habían descrito efectos similares al evaluar diferentes concentraciones de 6-BAP y comprobaron que al igual que en muchas otras especies, las respuestas in vitro para la mayoría de las variables evaluadas dependieron de las concentraciones estudiadas.
Por su parte Cantillo et al. (2011), describieron mejores resultados en la multiplicación in vitro de Pinus cubensis Griseb. con el empleo de 6-BAP en detrimento de la Kinetina como citoquinina empleada en este proceso. Sin embargo, se debe resaltar que en todos los parámetros evaluados el mejor resultado se obtuvo con la concentración más elevada de 6-BAP (22.5 µM).
En especies como P. cembroides Zucc. y P. halepensis Mill. Ojeda (1996) observó un efecto positivo del 6-BAP en el número de brotes. Sin embargo, Kalia et al. (2000) emplearon tanto Kinetina como 6-BAP para la inducción de brotes de P. roxburgui Sarg. y obtuvieron los mejores resultados con 6-BAP. De igual forma, Schestibratov et al. (2003) utilizaron con éxito 6-BAP en una concentración de 22.2 µM en la multiplicación de P. radiata Don.
Otro aspecto a tener en cuenta es la concentración a que se utilicen los diferentes agentes gelificantes ya que esta podría ser considerada inadecuada si no ayuda al desarrollo in vitro de los brotes o si favorece la aparición de plantas con síntomas de hiperhidricidad (Thorpe et al., 2008). Estos autores plantean que la hiperhidricidad se puede reducir si se eleva la concentración de agentes gelificantes como el Agar en el medio de cultivo, pero este incremento, regularmente está acompañado de una disminución en el desarrollo y crecimiento de las plantas in vitro.
Resultados descritos por de Feria et al. (2009) demuestran que en la multiplicación de P. caribaea var. caribaea, los explantes presentaron una mejor respuesta in vitro cuando se empleó Gelrite como agente gelificante a cuando se utilizó Agar.
Según Thorpe et al. (2008) existen diferencias en la composición y características de cada uno de estos compuestos. Por ejemplo, el Gelrite como producto comercial está libre de impurezas orgánicas que sí se encuentran en el Agar y tiene entre otras ventajas para la propagación in vitro de plantas a gran escala, ya que su costo por litro es menor al del Agar y se emplea en menor concentración que este. Además, produce un gel más claro que el Agar y con ello permite detectar más fácil cualquier contaminación microbiana.
Etapa de elongación
Muchos estudios en la propagación in vitro por organogénesis del género Pinus mencionan la necesidad de desarrollar esta etapa dentro del proceso, y es que para lograr el crecimiento de brotes vigorosos para enraizar y aclimatizar existen tres pasos necesarios:
a) estimular la división celular,
b) desarrollar los brotes y
c) lograr el crecimiento de los brotes.
Esta tricotomía es necesaria mencionarla dado que los tratamientos que estimulan la división celular son antagonistas con los que provocan el crecimiento y desarrollo. Lo mismo sucede durante el enraizamiento; aquí también los tratamientos que estimulan la división celular en la base de los tallos son opuestos a los que producen el crecimiento de las raíces in vitro (Amerson et al., 1981).
Existen varios factores que tienen un papel determinante en esta etapa:
Tipo de explante inicial
Con respecto a
la longitud del brote que se utiliza para iniciar la etapa de elongación,
Coke (1996), Frampton et al. (1998) y Mathur et al. (2001) coinciden
en que es necesario partir de brotes que tengan una longitud mayor a 0.5 cm.
Otros autores en trabajos más recientes sugieren utilizar brotes mayores
de 2.0 cm para iniciar la etapa de elongación (Prehn et al.,
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2003; Zhang et al., 2006) y esto permitirá la obtención
de brotes con mayor desarrollo en longitud para enraizar, en menor tiempo.
Por su parte, Mathur et al. (2001) explicaron que cultivar grupos de brotes en lugar de brotes individuales actúa en detrimento del desarrollo en longitud de los brotes.
Tipo y concentración de nutrientes inorgánicos
Según Gamborg et al. (1976) el medio de cultivo basal es uno de los factores más importantes que determina el éxito del cultivo in vitro. Muchos de los medios de cultivo utilizados en Pinus spp., han sido creados para otras especies, incluso angiospermas, como el MS (Murashige y Skoog, 1962), el SH (Schenk y Hildebrandt, 1972), el DCR (Gupta y Durzan, 1985) y el LP (Aitken Christie et al., 1986). También se ha modificado la concentración de nutrientes; y a partir de experimentos se han seleccionado los que mejores respuestas han dado. Uno de los medios de cultivo más utilizado en pino es el Westvaco (WV5) descrito por Coke (1996), con una mejor combinación de nutrientes inorgánicos, apropiada fuente de carbohidratos, reguladores de crecimiento y carbón activado.
Reguladores del crecimiento
No es común encontrar reguladores del crecimiento en el medio de cultivo para la elongación de los brotes, sin embargo, Tang et al. (1998) adicionaron al medio de cultivo 0.5 mg l-1 de Ácido 3-indolbutírico (AIB) y 1.0 mg l-1 de Ácido giberélico (AG3) y obtuvieron en seis semanas brotes de Pinus taeda de 1.0 cm. Con estos brotes lograron un 46% de enraizamiento. La adición de auxinas al medio de cultivo de elongación podría generar un brote con mayor potencial de enraizamiento en la siguiente fase por inducir la formación de raíces adventicias. Además, junto con el AG3 podría favorecer la elongación de brotes ya que actúan en el alargamiento celular.
FASE DE ENRAIZAMIENTO
Enraizamiento in vitro
Según Ríos
et al. (2005) la rizogénesis o inducción y desarrollo de
un sistema radicular funcional constituye una de las barreras
limitantes para la micropropagación en determinadas especies leñosas.
El género Pinus ha sido clasificado como recalcitrante en relación con la formación de raíces in vitro al regenerar plantas por organogénesis. Muchos trabajos realizados con el objetivo de formar raíces in vitro en pino, han descrito el empleo de diversos tratamientos con reguladores del crecimiento, variando la concentración de nutrientes inorgánicos, evaluando la influencia del estado físico del medio de cultivo e incluso la concentración de carbón activado en el medio de cultivo (Thorpe, 2004).
El enraizamiento de brotes de gimnospermas en condiciones in vitro, es reconocido como un proceso difícil de lograr (Nandwani et al., 2001; Schestibratov et al., 2003; Parasharami et al., 2003; Prehn et al., 2003; Zhang et al., 2006). Es un proceso lento debido a que los brotes de la mayoría de las coníferas, especialmente Pinus spp. enraízan a partir de un callo o tejido cicatricial o directamente del tejido vascular, después de un tratamiento con auxinas.
El enraizamiento
directo pocas veces se produce espontáneamente (Stojicic y Budimir, 2004).
Las raíces se generan siempre a partir de tejido meristemático,
ya sea por fuera de los conductos resiníferos en el enraizamiento directo,
o por el tejido meristemático que rodea el callo, en el indirecto. El
cultivo in vitro no impide la iniciación radicular en coníferas.
Los tratamientos con auxinas usualmente tienen un efecto positivo en el enraizamiento,
son más rápidos, más sincronizados y resultan en más
raíces por brote, pero la elongación radicular es inhibida severamente.
Algunos autores afirman que el desarrollo de raíces in vitro usualmente
aumenta la supervivencia al transplante dado que las raíces funcionales
generan un balance hídrico favorable. Estas raíces compensarían
la pérdida de agua causada por estomas no funcionales y facilitarían
la absorción de nutrientes. Una buena respuesta y un aumento en la masa
seca de estas plantas enraizadas in vitro pueden favorecer una mejor
toma de nutrientes. Sin embargo, la presencia de raíces durante el cultivo
in vitro no siempre mejoraría el éxito al trasplante (Seelye
et al., 2003).
Varios han sido los estudios encaminados a comprender mejor la respuesta de
diferentes especies coníferas para formar raíces in vitro.
La adición al medio de cultivo de auxinas, por lo general, en forma de
AIB o Ácido naftalenacético (ANA), ha sido una práctica
general para inducir la formación de raíces in vitro en
coníferas (Niemi et al., 2002). Sin embargo, se conoce que el
éxito final de esta fase del proceso de propagación in vitro,
no solo depende de la adición al medio de cultivo de determinadas concentraciones
de auxinas. Por ejemplo, es importante tener en cuenta el efecto que pueden
ejercer las altas concentraciones de citoquininas (0.5-10 mg l-1)
empleadas durante la fase de multiplicación, pues pueden inhibir o retrazar
la formación de raíces y también limitar los efectos estimuladores
de las auxinas en esta fase del proceso (Ben-Jaacov et al., 1991).
En ocasiones, ha sido necesario realizar más de un subcultivo en medio de cultivo libre de citoquininas, hasta que las concentraciones endógenas de este regulador del crecimiento se han reducido lo suficiente en el tejido de la planta (van Staden et al., 2008).
Por su parte, Zhu et al. (2010), describieron la emisión de raíces in vitro de P. massoniana en un 82% de los brotes en un medio de cultivo con 0.2 mg l-1 de ANA, el desarrollo en longitud de las raíces lo lograron al transferir los brotes a un medio de cultivo libre de reguladores del crecimiento.
Enraizamiento ex vitro
Un rápido
enraizamiento mejoraría la calidad de las plantas, incluso es probable
que las plantas con un buen sistema radicular y una vigorosa conexión
vascular tengan una mayor tasa de crecimiento inicial en la fase de aclimatización.
La mayor parte de la bibliografía consultada cita el enraizamiento ex
vitro de estacas de P. taeda vía macropropagación,
con distintos porcentajes de éxito en función de la técnica
empleada. Todos los trabajos mencionan la aplicación de un tratamiento
inductivo corto con auxinas en distintas concentraciones. Por ejemplo, Saborio
et al. (1997) lograron un 40% de enraizamiento en P. ayacahuite Ehrenb.
luego de una inmersión de los brotes en 100 µM de ANA durante ocho
horas, mientras que, Stojicic et al. (1999)
alcanzaron un 20% de enraizamiento en P. heldreichii Christ. con la inmersión
de los brotes en 100 µM de AIB previo a la siembra. Sin embargo, Sul y
Korban (2004) no pudieron lograr el enraizamiento en P. pinea L. Según
Oliveira et al. (2003), una alternativa a las dificultades encontradas
para lograr plantas enraizadas in vitro de P. pinea L. fue la
inoculación de algunos hongos aislados de ectomicorrizas con plantas
in vitro, lo cual demostró ser eficiente y efectivo a la hora
de trasplantar las plantas a un sustrato de vermiculita. Por su parte, Tang
et al. (2006) lograron un 36.5% de supervivencia en la fase de aclimatización,
al transferir brotes de P. taeda L. directamente a una mezcla de sustrato
compuesta por perlita, turba y vermiculita (1:1:1).
Factores que podrían afectar el enraizamiento tanto in vitro como ex vitro
Tipo y concentración de la auxina
Durante estudios realizados para la formación de raíces in vitro, Kalia et al. (2007) demostraron que este proceso es fuertemente dependiente del tipo de auxina utilizada y su concentración. Varias combinaciones, concentraciones y duración de tratamientos con auxinas han sido probadas con diferentes porcentajes de éxito. Las auxinas más utilizadas son el AIB y ANA para las distintas especies del género Pinus spp.
En los trabajos que utilizan ANA, las concentraciones oscilan desde 0.1 a 20 mg l-1 desde unos pocos minutos de inmersión hasta varias horas (Nandwani et al., 2001) o tratamientos continuos con concentraciones desde 0.01 mg l-1 a 0.5 mg l-1 de ANA pero generalmente combinado con AIB en concentraciones desde 1.0 a 20 mg l-1 (Schestibratov et al., 2003; Prehn et al., 2003), aunque son numerosos los trabajos que utilizan solamente AIB para obtener mejores resultados en concentraciones que varían de 0.1 a 1000 mg l-1 (Tang y Ouyang, 2000; Parasharami et al., 2003; Zhang et al., 2006).
El Ácido
3-indolacético (AIA) es la auxina menos potente siendo necesaria su adición
en concentraciones superiores a 5.0 mg l-1. Esto se debe a su baja
actividad y a la degradación que se produce de este regulador del crecimiento
por influencia de la luz.
Los resultados son variables, y mayormente se refieren a enraizamiento in
vitro se han logrado con pulsos de auxinas seguidos de un período
de elongación de las raíces in vitro sin reguladores del
crecimiento, con porcentajes de supervivencia que han oscilado entre 0.0 y 90%
en función del tratamiento y la especie. Se observa en muchos de estos
trabajos que los porcentajes de enraizamiento pueden ser muy bajos o casi nulos
si no se encuentra la concentración óptima del regulador de crecimiento
para la especie o variedad con que se trabaja.
Formas de aplicación de la auxina
Al comparar tratamientos de enraizamiento por pulsos o continuos, debe medirse no solo el porcentaje de enraizamiento sino también el tiempo requerido para enraizar. Los resultados con exposición continua varían entre 20% y 47% de enraizamiento en 12 semanas en un medio de cultivo con la mitad de los nutrientes inorgánicos GD o DCR con 0.1 mg l-1 de 6-BAP y 0.1 mg l-1 de ANA o 2.0 mg l-1 de AIB. En contraste, un tratamiento en forma de pulso con el mismo medio de cultivo con 0.1 mg l-1 de 6-BAP y 0.5 mg l-1 de ANA durante seis a trece días hasta el subcultivo en un medio de cultivo sin reguladores del crecimiento, produjo un 85% de enraizamiento. El enraizamiento posterior a un pulso se completa en cinco o seis semanas, por lo que el proceso completo requiere entre seis y ocho semanas.
En general, los tratamientos por pulso brindan un mayor porcentaje de enraizamiento en un período más corto de tiempo (Mathur et al., 2001). Tratamientos cortos (10-30 minutos) con altas concentraciones de AIB (200 mg l-1) han sido suficientes para inducir la formación de raíces. La respuesta declina rápidamente con un tiempo de exposición más prolongado a la mencionada concentración, causando daños a los tejidos e inhibiendo el enraizamiento.
Una incubación prolongada en un medio de cultivo rico en auxinas puede causar una callosidad excesiva, iniciación radicular retardada o una inhibición de la elongación de las raíces iniciadas (Selby et al., 1991).
Número de subcultivos
Se ha demostrado
que la formación de raíces puede desminuir al incrementarse el
número
de subcultivos sucesivos que han recibido los brotes antes de su enraizamiento.
No obstante, la formación de raíces adventicias también
se podría ver afectada y sería más difícil de lograrla
a partir de tejidos maduros que de tejidos juveniles; y las condiciones in
vitro probadas para diferentes especies leñosas serían más
favorables para enraizar brotes maduros que las condiciones ex vitro. Esto
se debe a la posibilidad de rejuvenecer el tejido maduro a través de
sucesivos subcultivos en medios de cultivo apropiados, que inducen progresivamente
a un aumento del potencial de formación de raíces adventicias
(Parasharami et al., 2003).
Tipo de brote
Manteniendo todos los parámetros iguales, la longitud del brote tiene una marcada influencia en el enraizamiento. Los brotes más largos enraízan mejor que los brotes cortos, por lo que se recomiendan los mayores a 1.5 cm para enraizar. Sin embargo, Coke (1996) demostró que para realizar el enraizamiento ex vitro, son necesarios brotes con una longitud mayor a 4.0 cm, es decir, de mayor longitud que la recomendada para enraizar en condiciones in vitro.
Concentración de las sales
Las etapas de inducción y crecimiento radicular se realizan, según la literatura científica, en medios de cultivo con una concentración de nutrientes inorgánicos reducida a la mitad y cuando las raíces alcanzan 0.5 cm de longitud ya están preparadas para su trasplante a la fase de aclimatización (Mathur et al., 2001; Nandwani et al., 2001; Parasharami et al., 2003).
Influencia de la sacarosa
En las plantas, los carbohidratos tienen varias funciones esenciales. Ellos constituyen sustratos para la respiración, juegan un importante papel en la vía de síntesis de muchos compuestos, son elementos básicos de las macromoléculas y controlan además, otros muchos procesos relacionados con el desarrollo de las plantas (Gibson, 2000; Smeekens, 2000).
La sacarosa probablemente ha sido la fuente de carbohidratos más utilizada en el cultivo in vitro de tejidos vegetales y numerosos estudios la han señalado como la fuente de carbono óptima (Alkhateeb, 2001). No obstante, no se debe olvidar que existen enzimas invertasas que son liberadas al medio de cultivo por las plantas cultivadas in vitro y que actúan en la hidrólisis de la sacarosa dando lugar a la glucosa y la fructosa (Thorpe et al., 2008). Por ello, es importante tener en cuenta que las plantas in vitro dispondrán para su desarrollo no sólo de la sacarosa, sino también de sus dos monosacáridos constituyentes.
La capacidad de las plantas para metabolizar los diferentes tipos de carbohidratos es diferente (Alkhateeb, 2008). Se conoce que las altas concentraciones de sacarosa (>6.0%) en el medio de cultivo han reducido la capacidad fotosintética de las plantas (Arigita et al., 2002). También se ha descrito que estas altas concentraciones pueden reprimir la expresión de genes y reducir el contenido de clorofila, afectar el Ciclo de Calvin, así como reducir la actividad y concentración de Rubisco, lo que conlleva a bajas tasas fotosintéticas (Premkumar et al., 2002; Sinha et al., 2002).
A pesar de que se ha examinado el efecto regulador de los carbohidratos, en particular, el papel de la sacarosa en el desarrollo de la latencia, en la formación de órganos de almacenamiento y la maduración de embriones somáticos, su papel como molécula reguladora aun no ha sido totalmente dilucidado (Calamar y De Klerk, 2002).
En relación con la acción de la sacarosa en la formación de órganos adventicios se han realizado pocos estudios (Calamar y De Klerk, 2002). Según Warren et al. (1994) la sacarosa incrementó la regeneración de tejido vascular en Lactuca sativa (lechuga), mientras que, en Malus domestica (manzano), Pawlicki y Welander, (1995) demostraron que el tipo de carbohidrato influyó en la formación de raíces.
Se ha demostrado que la sacarosa puede influir en la calidad funcional de las plantas cuando estas son transferidas a condiciones ex vitro para su aclimatización (Fuentes et al., 2005).
Se conoce que los
carbohidratos juegan un papel importante en el cultivo in vitro como
fuentes de energía y carbono, así como agentes osmóticos,
pero también, están vinculados con
la diferenciación de los elementos del xilema y floema (Thorpe et
al., 2008).
Ha sido descrito que al aumentar la concentración de sacarosa en el medio de cultivo se incrementa el porcentaje de materia seca en las plantas (Kubota et al., 2002; Shim et al., 2003). Lo anterior se debe, a que al aumentar el contenido de sacarosa, el potencial osmótico del medio de cultivo disminuye (Cárdenas y Villegas, 2002), se limita la absorción de agua, pero se favorece la asimilación de sacarosa y con ello el incremento de materia seca.
Chávez et al. (2010), describieron cómo a medida que se incrementó la concentración de sacarosa en un medio de cultivo previo a la fase de enraizamiento in vitro de plantas de P. caribaea var. caribaea, se incrementó también el porcentaje de materia seca desde 11.93% en el tratamiento con 30 g l-1 de sacarosa, hasta 19.45% en el tratamiento con 60 g l-1.
También estos autores observaron que en los tratamientos con mayores concentraciones de sacarosa (50 y 60 g l-1) las plantas obtenidas después de 35 días de cultivo en este subcultivo previo a la fase de enraizamiento in vitro, presentaron una reducción considerable en la formación de nuevos brotes y específicamente las plantas que se produjeron en el tratamiento con 60 g l-1 de sacarosa, presentaron acículas más desarrolladas y diferenciadas, muy similares a las acículas que desarrollan las plantas de esta variedad en condiciones naturales. Estas plantas presentaron, además, un color verde más intenso y el olor característico de los aceites esenciales que se puede percibir al macerar tejido de árboles adultos. Esto no ocurrió con las plantas de los restantes tratamientos y puede ser un posible indicador de un mayor grado de diferenciación de los diferentes tejidos y las estructuras vasculares de estas plantas, incluyendo los canales resiníferos.
Este incremento en el porcentaje de materia seca, está asociado al desarrollo de los tejidos vasculares de las plantas, en particular con el proceso de lignificación. Así mismo, cuando se combinaron en un tratamiento ya en la fase de enraizamiento, plantas obtenidas con 60 g l-1 de sacarosa en el subcultivo previo, con una reducción del 50% de los nutrientes inorgánicos en el medio de cultivo, el resultado fue un incremento en más de 20 puntos porcentuales en la acumulación de los residuos de la pared celular (acumulación de lignina) respecto al tratamiento control.
FASE DE ACLIMATIZACIÓN
Manipulando el ambiente in vitro las hojas, con mayor resistencia al estrés hídrico y competentes fotosintéticos, pueden desarrollarse en el laboratorio, en una pre-aclimatización, preparando las plantas para la transferencia fuera del laboratorio. Las raíces formadas in vitro pueden favorecer el crecimiento inicial ex vitro; aunque la tasa de crecimiento óptima no ocurrirá hasta que las nuevas hojas y raíces se desarrollen en el ambiente ex vitro (Seelye et al., 2003).
La aclimatización induce cambios morfológicos, anatómicos y fisiológicos que hacen a la planta parecerse a una planta normal. Esta etapa es casi siempre estresante y suele asociarse a la muerte de las plantas, generalmente por fuerte deshidratación. En angiospermas la principal causa de muerte al transferir las plantas a condiciones no estériles es la cutícula reducida y una pobre regulación estomática ante la pérdida de agua. Sin embargo, en algunas gimnospermas como el género Pinus la regulación cuticular y estomática ante la pérdida de agua es relativamente normal.
De esto se desprende que son otros los factores que producen la muerte de las gimnospermas durante la fase de aclimatización. Se le ha prestado atención a la morfología, anatomía interna y fisiología de las plantas obtenidas in vitro, concluyendo que para lograr el éxito en la supervivencia y el crecimiento hay características a tener en cuenta, como la longitud del brote; la calidad de los brotes y la morfología del sistema radicular. Lo interesante es determinar la morfología de plántula óptima y su relación con la supervivencia y crecimiento.
Para P. taeda,
la calidad del brote es mucho más importante en la supervivencia, que
el número de raíces. En P. caribaea var. hondurensis
x P. tecunumanii, Haines et al. (2000), encontraron que porcentaje
de enraizamiento y número de raíces por planta estuvo relacionado
con el genotipo; mientras
que, dentro de los parámetros morfológicos, la longitud de acículas
primarias fue el mejor indicador. Estos autores concluyeron, que los brotes
con mayor enraizamiento, fueron aquellos que presentaron acículas primarias
mayores a 2.5 cm de longitud, con el ápice activo y un diámetro
basal mayor a 0.1 cm.
Existe poca información en relación con el crecimiento en suelo de plántulas de coníferas originadas in vitro, dado que con muy pocas especies se ha tenido éxito en este sentido.
CONCLUSIONES
Los resultados presentados en esta revisión de la literatura científica sobre los avances obtenidos en la propagación in vitro por organogénesis del género Pinus, abren nuevos debates y puntos de partida en la búsqueda de soluciones a las dificultades que se presentan sobre todo para lograr con éxito la fase de enraizamiento in vitro o ex vitro en este género de plantas. En esta dirección sería importante lograr cerrar el ciclo in vitro, sino con plantas enraizadas, al menos con plantas que reúnan características que les permitan una buena supervivencia y enraizamiento en condiciones ex vitro, para poder disponer de plantas madre a partir de las cuales se podrían establecer bancos donantes para el corte de estaquillas y con ello la producción a gran escala por macropropagación de los ejemplares que finalmente serían plantados en condiciones de producción.
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Recibido: 3-4-2012
Aceptado:
4-6-2012
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