Vol.6, No.3, 2006.pmd

Reseña bibliográfica                                                                   Biotecnología Vegetal Vol. 6, No. 3: 131 - 147, julio-septiembre, 2006

Mejoramiento genético tradicional y empleo de técnicas biotecnológicas en la búsqueda de resistencia frente a los principales patógenos fúngicos de Musa spp.

Michel Leiva-Mora

Instituto de Biotecnología de las Plantas (IBP), Universidad Central Marta Abreu de Las Villas. Carretera a Camajuaní km 5 ½, Santa Clara, Villa Clara, Cuba. CP 54 830. e-mail: michel@ibp.co.cu

RESUMEN

Los bananos y plátanos son componentes importantes de la dieta humana ya sea como alimento cocido o como fruta fresca. Las enfermedades causada por Fusarium oxysporum f. sp. cubense (Foc) y Mycosphaerella fijiensis han amenazado la desaparición de los mismos. Estos cultivos son difíciles de mejorar genéticamente debido a que son estériles, no producen semillas y la mayoría son partenocárpicos. Sin embargo, el empleo de los cruzamientos genéticos mediante las técnicas de hibridación, han sido alternativas exitosas en los programas de la FHIA y el IITA, los cuales han puesto en manos de productores numerosos híbridos mejorados frente a dichas enfermedades. Por otra parte, la Biotecnología vegetal ha desarrollado un conjunto de técnicas para la micropropagación de Musa spp. que han permitido aumentar la tasa de multiplicación, disponer de material vegetal sano (libre de plagas y enfermedades) y homogéneo, adecuado para realizar la plantación. Las técnicas mutagénicas, el uso de la variación somaclonal, la embriogénesis somática y más recientemente el empleo de técnicas de transformación genética, han permito avanzar y complementarse con el mejoramiento genético clásico de Musa para la búsqueda de genotipos resistentes frente a las principales enfermedades fúngicas. Los sistemas de evaluación en condiciones de campo de la resistencia de genotipos de Musa spp. frente Foc y M. fijiensis han demostrado ser útiles aunque laboriosos. Para aumentar la eficiencia en la selección de genotipos promisorios, se requiere del desarrollo de metodologías de evaluación temprana reproducibles ya sea utilizando el patógeno o sus derivados.

Palabras clave: evaluación y selección, Fusarium oxysporum, Musa improvement, Mycosphaerella fijiensis, programas de hibridación

ABSTRACT

Bananas and plantain are important food staple in human diet, even cooked or consumed fresh. Fungal diseases caused by Fusarium oxysporum f. sp. cubense (Foc) and Mycosphaerella fijiensis have threated to distroy Musa spp. Those crops are difficult to breed genetically because they are steriles, do not produce fertil seeds and they are partenocarpic. Genetic crossing by hibridization have been used successfully in FHIA and IITA Musa breeding programs, they have released numerous improved hybrids to those diseases. Plant Biotechnology has developed a set of techniques for Musa micropropagation to increase multiplication rates, healthy and safety plant material for plantation. Mutagenic techniques, somaclonal variation, somatic embryogenesis and more recient genetic transformation have enabled advances and complementation with clasical Musa breeding for searching resistance to principal fungal pathogen of Musa spp. Field evaluation systems to find Musa resistant genotypes to Foc and M. fijiensis have demostrated to be usefull but laborious. Nevertheless to enhance eficacy in selection of promissory genotypes the development of reproducible early evaluation methodologies by using fungal pathogens or their derivates is needed.

Key words: evaluation and selection, Fusarium oxysporum, improvement

Generalidades del cultivo de Bananos y Plátanos

Los bananos y plátanos son fuentes de alimento tanto para consumidores de sectores rurales como urbanos. Son producidos en las zonas tropicales húmedas y constituyen una importante fuente de ingresos para campesinos y pequeños productores. Se cultivan en más de 100 países de las regiones tropicales y subtropicales del planeta (Sharrock y Frison, 1999) y para su cultivo son utilizadas más de 10 millones de hectáreas (Marín et al., 2003).

hybridization programs, Mycosphaerella fijiensis, Musa

Origen y distribución

Los bananos y plátanos se originaron en el sureste de Asia y las Islas del Pacífico (De Langhe, 1996; Robinson, 1996; Jones, 2000). El cruzamiento natural de varios diploides no comestibles de Musa acuminata durante muchos años dio como resultado híbridos partenocárpicos, con esterilidad femenina, fruto comestible y triploides en su estructura genómica. Estos diplodes y triploides seleccionados de Musa acuminata fueron trasladados a áreas más secas donde otros diploides silvestres de Musa balbisiana se desarrollaron naturalmente y de este modo ocurrieron hibridaciones ínterespecíficas entre Musa (Genoma A) y Musa (Genoma B) (Robinson, 1996).

Importancia alimentaria, económica y social de Musa spp.

Los bananos y plátanos son componentes importantes de la dieta humana en casi todos los países del mundo, ya sea como alimento cocido o como fruta fresca (Marín et al., 2002). Como alimento, proporciona carbohidratos, posee bajo contenido de sodio, y es la fuente más rica de potasio y vitamina B6 lista para consumir (Chandler, 1995; Kodyn y Zapata, 1999).

La producción anual de bananos y plátanos a nivel mundial supera los 76 millones de toneladas y la exportación de estos es clave para la economía de muchos países en desarrollo (Marín et al., 2003).

En América Latina y el Caribe los bananos y plátanos aportan más de un tercio de la producción mundial (aproximadamente 30 millones de toneladas métricas por año) y contribuyen con un 83% de los bananos para exportación. Estos tienen especial importancia socioeconómica para la región, dado que aquí se encuentran cuatro de los cinco mayores productores de banano del mundo: Ecuador, Costa Rica, Colombia y Panamá aunque constituyen únicamente el 30% de la producción regional. Casi un 70% de los bananos y plátanos producidos en América Latina y el Caribe son para consumo local. Brasil es el mayor productor, con un rendimiento aproximado de 6 millones de toneladas anuales, de las cuales menos del 1% se destina a la exportación. El plátano (Musa spp. AAB) en particular, forma parte importante de la seguridad alimenticia de la región.

Este cultivo es importante desde el punto de vista social debido a que proporciona empleo a miles de personas, sin tener en cuenta las actividades referentes al transporte, seguros y comercio en el mundo entero, lo que da lugar a ingresos adicionales que suman miles de dólares (Swennen et al., 1995).

Principales enfermedades fúngicas de Musa

Los bananos y plátanos están expuestos a enfermedades, plagas y al agotamiento de los nutrientes del suelo (Mobambo, 2002). Las enfermedades han afectado seriamente la industria dedicada a la producción y la exportación de estos cultivos. Entre ellas se encuentran el Mal de Panamá causada por Fusarium oxysporum f. sp. cubense (Jain, 2002; Marín et al., 2003; Bhagwat y Duncan, 2006) y las manchas foliares de las hojas causadas por varias especies de Mycosphaerella (Mourichon y Fullerton, 1990; Carlier et al., 2000 ).

Fusarium oxysporum f. sp. cubense

El marchitamiento por Fusarium (también conocido como Mal de Panamá), es ocasionado por un hongo del suelo: Fusarium oxysporum f.sp. cubense (Foc), que por primera vez fue reconocido en 1876 en Brisbane (Australia) afectando el cultivar ‘Sugar’ (Silk/Pisang Rasthali, AAB). En 1910 luego de grandes esfuerzos se logró aislar y caracterizar el agente causal a partir de tejidos enfermos procedentes de Cuba (Smith, 1910). En la década de los años 50, del siglo XX, la enfermedad había alcanzado tales proporciones epidémicas, que fue considerada como una de las enfermedades de las plantas más destructivas en la historia de la agricultura. La infección ocurre cuando el patógeno penetra en las raíces de la planta de banano. Luego el hongo invade los vasos del xilema y puede avanzar hacia el cormo y parte del pseudotallo, si no es bloqueado por las respuestas de oclusión vascular del hospedante.

La importancia del marchitamiento por Foc, a nivel global, decreció en el Nuevo mundo luego de que los cultivares del subgrupo Cavendish reemplazaran en los mercados de exportación a sus antecesores susceptibles. Este patógeno aun es la principal limitante en la producción de cultivares como: ‘Silk’ (AAB) ‘Apple’ ‘Mah’ y ‘Manzano’ en Brasil, Costa Rica, Cuba, Perú, EEUU (Florida), Venezuela y otros muchos países del hemisferio occidental. De igual modo otros cultivares también han sido afectados por dicho patógeno como son: ‘Gros Michel’ (AAA), ‘Pome’, AAB), ‘Bluggoe’ (ABB) (‘Burro’, ‘Chato’), y menos extendido en ‘FHIA-03’ (AABB), ‘FHIA-18’ (AAAB), ‘FHIA-23’ (AAAA), ‘Hua Moa’ (AAB), ‘Maqueño’ (AAB), y ‘Pisang awak’ (ABB). Dentro de los cultivares diploides el ‘Ney poovan’ (AB), ya no se puede producir comercialmente debido a lo ampliamente distribuida que está la raza 1 de Foc. Actualmente la raza 4 es de gran interés a nivel global y en especial en el hemisferio occidental debido a que la exportación está basada fundamentalmente en el cultivo de cultivares del subgrupo Cavendish, así como de algunos plátanos AAB y otros cultivares susceptibles.

Mediante la implementación de estrictas medidas de control cuarentenarias, sugeridas por el International Plant Genetic Resourses Interchange (IPGRI) a través de las guías técnicas creadas al efecto para la transferencia del germoplasma sano, se espera que esta nueva raza de Foc quede confinada solamente al continente asiático.

Manchas foliares causadas por Mycosphaerella spp.

Dentro de los patógenos fúngicos que causan manchas foliares en los bananos; Mycosphaerella musicola (Anamorfo: Pseudocercospora musae) causante de la enfermedad Sigatoka amarilla, Mycosphaerella fijiensis (Anamorfo: Pseudocercospora fijiensis) causante de la enfermedad de la raya negra de la hoja (Sigatoka negra) y Mycosphaerella eumusae (Anamorfo: Pseudocercospora eumusae) se caracterizan por producir síntomas muy similares en las hojas infectadas, por lo que algunos autores lo denominan el complejo Sigatoka (Jones, 2000; Crous y Mourichon, 2002). Todos ellos producen serios daños económicos. Debido a la similitud de los síntomas causados por M. musicola, M.fijiensis y M. eumusae, se ha sugerido que las enfermedades causadas por estos tres hongos se denominen manchas foliares causado por el complejo Sigatoka (Jones, 2003).

Los bananos y plátanos generalmente se siembran en pequeñas parcelas y la mayoría de los agricultores no pueden asumir grandes gastos en la adquisición de productos químicos para el control de plagas y enfermedades en la protección fitosanitaria. Debido a la devastadora enfermedad Sigatoka negra, existe una creciente demanda de nuevas variedades, especialmente de aquellas que han tenido buen rendimiento con resistencia incorporada, que no impliquen cambios en los sistemas de cultivos y manejos agrotécnicos de campesinos y pequeños productores.

Técnicas de la Biotecnología vegetal en apoyo al mejoramiento genético de Musa

Las técnicas de micropropagación están bien establecidas y consolidadas en Musa (Cronauer y Krikorian, 1984; Banerjee de Langhe, 1985; Vuylsteke, 1989). Algunos laboratorios de cultivo de tejidos han resuelto necesidades de las plantaciones de bananos para la exportación a través de las mismas (Smith y Drew, 1990). El cultivo de tejidos es simple, fácil y aplicable a un gran número de genotipos de Musa (Vuylsteke, 1989). La formación de yemas se efectúa mediante el cultivo de ápices en medios de cultivo estándares que contienen 2-5 mg.l-1 de citoquininas (principalmente 6-bencilaminopurina) o mediante la fragmentación de ápices. Las tasas de multiplicación pueden variar de dos a diez brotes o propágulos por mes lo que resulta en un potencial de propagación de varios miles o millones de plantas por año. Tales índices son muy superiores a los que se ejecutan en la agricultura mediante la propagación tradicional.

La propagación in vitro ha ofrecido varias ventajas para los plátanos y bananos, tales como: disponer de una mayor tasa de multiplicación del material vegetal sano (libre de plagas y enfermedades), mayor disponibilidad para realizar la plantación así como la reducción del espacio requerido para dicho propósito.

Desde 1972 las técnicas de cultivo in vitro se han utilizado para la multiplicación de diferentes cultivares de bananos y plátanos, mediante el empleo de ápices (Ma y Shii, 1972). Ya en 1980, un elevado número de especies de Musa y cultivares de todo tipo de constitución genómica habían sido propagados mediante el cultivo in vitro (Vuylsteke, 1989).

La micropropagación vía organogénesis, mediante yemas axilares, es la técnica de cultivo más conocida y empleada en muchos países a escala comercial para multiplicar cultivares de Musa, además es el método más confiable para lograr un proceso de proliferación repetible, sin modificaciones genéticas y libres de microorganismos contaminantes (Orellana, 1998).

Por otra parte, varias investigaciones acerca del género Musa, han utilizado la embriogénesis somática y el cultivo de células, para la multiplicación masiva o con interés particular en el mejoramiento genético (Cote et al., 1996; Gómez et al., 2002). Los sistemas de inmersión temporal (SIT) han sido aplicados también para multiplicación de materiales vegetales de interés (Ventura et al., 1998). Otros autores han dirigido sus esfuerzos hacia la producción de semilla artificial mediante la encapsulación de embriones somáticos o yemas de bananos y plátanos las cuales han recibido considerable atención en años recientes como alternativa interesante de propagación (Rao et al., 1993; Ganapathi et al., 2001).

El uso y la aplicación de las técnicas para la micropropagación ha mejorado el manejo del germoplasma sano a escala mundial, así como para propósitos tales como: propagación clonal, producciones uniformes y mejoramiento genético. La micropropagación ha jugado un papel importante en los programas de mejoramiento genético de los plátanos y bananos en todo el mundo (Vuylsteke et al., 1997).

El material vegetal de plátanos y bananos obtenido por micropropagación es igual o superior al propagado por métodos convencionales (Smith y Drew 1990a; Vuylsteke 1998). Las plantas micropropagadas se establecen mucho más rápido, crecen con mayor vigor, tienen un ciclo productivo más corto, uniforme y los rendimientos son superiores respecto a los propágulos convencionales (Drew y Smith 1990; Robinson et al., 1993; Vuylsteke y Ortiz, 1996). Las ganancias respecto a los rendimientos máximos de las plantas procedentes del cultivo in vitro varían de un 20% en bananos hasta un 70% en plátanos.

Los resultados de la mejora de bananos y plátanos por vía de la biotecnología vegetal, se han introducido con mayor rapidez en comparación con los métodos tradicionales. El uso de la biotecnología podría ofrecer un valioso medio de generación y obtención de plantas de banano y plátanos resistentes a la Sigatoka negra. Una de las ventajas de los métodos biotecnológicos para la obtención de variedades resistentes es que permite trabajar con un elevado número de individuos y aumenta de esta forma la posibilidad de encontrar los caracteres deseados. Además, existe un control de la concentración de inóculo, del ambiente y el acceso a las plantas libres de la enfermedad (Escalant, 1989).

La variación somaclonal, la mutagénesis y la selección in vitro en el género Musa se han empleado con éxito en varios programas de mejoramiento genético (Novak y Van Duren, 1989; Escalant, 1989; Okole y Schulz, 1997; Rodríguez et al., 1997; Johanson, 1998; IAEA, 2002; Roux et al., 2003). Más recientemente se ha comenzado a trabajar en la transformación genética de este cultivo para conferir resistencia a enfermedades fúngicas (Swennen et al., 2003).

Resultados de los programas de mejoramiento genético de Musa spp. para la resistencia a Fusarium oxysporum f.sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis.

Los bananos y plátanos son cultivos difíciles de mejorar genéticamente debido a que la mayoría de los cultivares importantes y populares son estériles, no producen semillas y son partenocárpicos. A pesar de esto, los programas de mejoramiento genético han obtenido cierto progreso en años recientes y como resultado empiezan a aparecer nuevas variedades disponibles para su evaluación. Sin embargo, considerando su importancia como alimento básico, Musa sigue siendo un cultivo poco investigado (Sweenen et al., 2003).

El trabajo de mejoramiento genético convencional comenzó en los años 20, en el Imperial College of Tropical Agriculture, en Trinidad y un poco más tarde en Jamaica con un programa paralelo. Los primeros esfuerzos para conseguir un híbrido resistente fueron dirigidos a la enfermedad Mal de Panamá (Fusarium oxysporum f.sp. cubense), que había hecho su aparición en el Caribe afectando al cultivar ‘Gros Michel´, ampliamente utilizado en la exportación mundial. Esto llevó al inicio del programa a cargo de United Fruit Company, en 1959, en Honduras. Más tarde, en 1984 este pasó al gobierno de Honduras, que se mantuvo a cargo de la Fundación Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA), la cual recuperó el programa inicial y desarrolló diploides y tetraploides híbridos con resistencia a la Sigatoka negra.

Muchos de los programas que se llevan a cabo para el mejoramiento genético se basan en la utilización de la resistencia encontrada en especies silvestres de Musa tales como: Musa acuminata sp. burmannica, Musa acuminata sp. malaccensis y Musa acuminata sp. siamea, también en los cultivares diploides ‘Pak’ (AA), ‘Pisan’ lilin (AA), algunos triploides como ‘Yangambi km 5’ (AAA), ‘Saba’ (ABB) y ‘Pisang Ceylan’ (ABB) (Hernández, 1995).

Programa de la FHIA en la búsqueda de resistencia a Fusarium oxysporum f. sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis

El objetivo principal del programa de mejoramiento genético llevado a cabo por la Federación Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA) ha estado dirigido hacia la búsqueda de nuevos híbridos de bananos y plátanos que fueran resistentes a las principales enfermedades e insectos de importancia económica. Colateralmente los híbridos resultantes serían evaluados en condiciones de cultivo adversas para seleccionar los más promisorios. Con estos híbridos se proyectó reducir el consumo de plaguicidas y químicos y de este modo contribuir a un manejo sustentable que incluyera no solo la producción sino también la productividad (Rowe y Rosales, 1996).

Este programa ha sido de los más exitosos dentro del mejoramiento genético por vía tradicional. Muchas de las variedades creadas por este programa se utilizan comercialmente en cerca de 50 países que ocupan territorios en Asia, África, América Latina y Oceanía.

La FHIA ha puesto a disposición de la comunidad internacional varios híbridos. La principal características de los mismos radica en su resistencia frente a M. fijiensis y Fusarium oxysporium f. sp. cubense, los cuales han devastado numerosas plantaciones en las principales zonas productivas del mundo. Por otra parte, varios contribuyen positivamente a la alimentación en diferentes países. Los híbridos ‘FHIA-01’ y ‘FHIA-02’ han sido introducidos incluso en mercados de exportación de productos orgánicos (Rowe y Rosales, 1996).

El cultivar ‘FHIA-03’ se asemeja a la variedad tradicional ‘moroca’, que ha sido parte integral de la dieta de millones de habitantes en América, Asia y África. Este cultivar es altamente resistente tanto al marchitamiento bacteriano (Moko) como a M. fijiensis, es muy productivo aún en condiciones de suelos de baja fertilidad y secano donde otros cultivares no se pueden desarrollar. Este banano es capaz de prosperar en condiciones limitadas desde el punto de vista agrícola y ecológico. Además, ha contribuido a la seguridad alimentaria de varias regiones donde el cultivo de plátanos y bananos tiene bajos rendimientos.

Por otra parte, el cultivar híbrido ‘FHIA-21’ constituye una alternativa interesante para sustituir al tradicional cultivar de plátano Cuerno o Horn plantain. También muestra resistencia parcial frente a M. fijiensis y posee excelentes rendimientos en condiciones del manejo local de pequeños productores, los cuales son dos o tres veces superiores a los del tradicional plátano Cuerno. El ‘FHIA-21’, ha tenido muy buena acogida en pequeños y medianos productores en países tales como: Honduras, Nicaragua, Guatemala, Ecuador, Costa Rica y Cuba.

Programa del IITA en la búsqueda de resistencia a Fusarium oxysporum f. sp cubense y Mycosphaerella fijiensis.

El instituto Internacional de Agricultura Tropical (IITA) en Nigeria), mediante el uso de técnicas básicas, estrategias e investigaciones aplicadas, ha desarrollado híbridos de plátanos con resistencia a la Sigatoka negra, la cual constituye la principal limitante en la producción de plátanos y bananos en las regiones del África Sub-Sahariana. Allí se produce cerca del 75% del plátano que se consume mundialmente y supera en importancia a cultivos básicos como el maíz, arroz y la yuca (Hahn et al., 1990; Gauhl et al., 1993; Mobambo et al., 1993; Ortiz et al., 1993; Ferris et al., 1994).

Debido a que Mycosphaerella fijiensis, destruye anualmente un 30-50% de las plantaciones en dicha región, se justificó la creación de un programa de mejoramiento genético mediante los métodos clásicos de hibridación, a pesar de que la mayoría de los genotipos de Musa utilizados fueron triploides y en ocasiones completamente estériles (Vuylsteke et al., 1990, Vuylsteke et al., 1994).

La metodología de mejoramiento genético adoptada por el IITA comprende la producción de híbridos tetraploides obtenidos a partir del cruzamiento de genotipos triploides con diploides. Los triploides susceptibles fueron empleados como parentales femeninos para la producción de ‘huevos’ triploides fértiles, mientras que los diploides actuaron como parentales masculinos para producir polen haploide normal. Los parentales diploides fueron utilizados como fuente de genes de resistencia a la Sigatoka negra (Swennen et al., 1989; Vuylsteke et al., 1993).

Desde 1987, el IITA ha desarrollado híbridos partenocárpicos resistentes a la Sigatoka negra, mediante la combinación de los nuevos avances de la biotecnología vegetal (cruzamientos interespecíficos, manipulación de la ploidía, cultivo in vitro), en combinación con los métodos convencionales de mejoramiento tales como: evaluación y selección en campo (Johanson, 1998). A medida que fueron profundizando en las investigaciones lograron crear nuevas metodologías de mejoramiento genético de los bananos y plátanos.

Dentro de los principales híbridos de plátanos TMPx que han sido seleccionados por su resistencia parcial a la Sigatoka negra, tomando en cuenta el criterio de que al menos seis hojas estuvieran completamente limpias al momento de la floración, se encuentran los siguientes genotipos: TMPx 548-4 OL x C4, TMPx 548-9 OL x C4, TMPx 582-4 BT x C4, TMPx 1621-1 OL x C4, TMPx 1658-4 OL x PL, TMPx 2637-49 OL x C4, TMPx 2796-5 BT x PL, TMPx 4479-1 BT x C4, TMPx 4698-1 OL x C4, TMPx 4744-1 OL x C4, TMPx 5511-2 OL x C4, TMPx 5706-1 OL x C4, TMPx 6930-1 OL x C4, TMPx 7002-1 OL x C4 (Swennen y Vuylsteke, 1993).

Programas de mejoramiento genético con uso de la mutagénesis en la búsqueda de resistencia a Fusarium oxysporum f. sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis.

Las técnicas mutagénicas que inducen cambios heredables en la constitución genética de una célula mediante la alteración de su ácido desoxirribo nucleico (ADN), han sido empleadas con éxito en varios programas de mejoramiento genético. Dentro de los principales tipos de mutaciones inducidas aparecen la poliploidía, la aneuploidía y las mutaciones génicas (Pérez, 1998). Para ello se emplean agentes mutagénicos físicos y químicos. La mutagénesis se ha empleado con éxito en programas de mejoramiento genético para la resistencia a factores bióticos y abióticos (Orellana, 1998). Varios programas de mejoramiento genético de bananos y plátanos que emplean la mutagénesis en la búsqueda de resistencia frente a hongos fitopatógenos y fitonemátodos se continúan desarrollando en diversas instituciones científicas (IAEA, 2002).

El programa de mejoramiento del Instituto de Investigaciones de Viandas Tropicales (INIVIT, Cuba) trabaja en la obtención de bananos y plátanos con resistencia a la Sigatoka negra, mediante el empleo de radiaciones, en la introducción de genotipos foráneos, la hibridación tradicional y la variación somaclonal (Rodríguez et al., 1997).

A través de programa de mejoramiento genético vía mutagénesis llevado a cabo en el Instituto de Biotecnología de las Plantas de la Universidad Central Marta Abreu de Las Villas (IBP, Cuba) se lograron obtener genotipos con una mejor respuesta frente a Foc en evaluaciones en cantero mediante inoculación artificial y en condiciones naturales con infección natural (Bermúdez-

Caraballoso et al., 2004). En esta misma Institución se trabajó en un programa similar pero en la búsqueda de resistencia a M. fijiensis, el cual no logró obtener resultados satisfactorios ya que los genotipos seleccionados no mostraron este caracter en evaluaciones sucesivas (García et al., 2004).

Bhagwat y Duncan (2006), utilizaron explantes de plantas de bananos cultivadas in vitro (Musa spp., AAA Grupo Highgate), los cuales fueron sometidos a diferentes dosis de radiaciones Gamma para evaluar la efectividad de esta técnica mutagénica en la producción de variantes tolerantes frente a Fusarium oxysporum f. sp. cubense. Los resultados de este trabajo mostraron que con las dosis de 0.8 y 2.0 krad, se logró la selección de plantas tolerantes a Fusarium en condiciones de invernadero.

Utilización de la variación somaclonal en la búsqueda de resistencia a Fusarium oxysporum f. sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis

La variación somaclonal comprende los cambios genéticos o epigenéticos inducidos durante la fase de callo de las células vegetales cultivadas in vitro. En ocasiones resultan visibles como un cambio fenotípico en las plantas regeneradas de los cultivos. La misma se ha considerado como una herramienta importante para el mejoramiento genético (Stover y Simmonds, 1987).

En el Instituto de Investigaciones en Viandas Tropicales (INIVIT, Cuba), se obtuvo el tetraploide ‘SH3436-9’ (AAAA), variante somaclonal del ‘SH3436’ (Highgate x SH3142) (Rodríguez et al., 1997), el cual ha mostrado una adecuada resistencia a la raza 1 de Foc y niveles de tolerancia a M. fijiensis.

Hwang y Ko (2004) a través de un programa de mejoramiento genético basado en la variación somaclonal y obtuvieron genotipos resistentes del subgrupo Cavendish frente a Foc en suelos naturalmente infectados. Seis somaclones, de un total de 20 000, fueron finalmente seleccionados y mostraron resistencia en campo. Sin embargo, desde el punto de vista morfológico y agroproductivo sus cualidades fueron inferiores al control.

Uso de la transformación genética en la búsqueda de resistencia a Fusarium oxysporum f.sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis

El potencial de contribución de la ingeniería genética en el mejoramiento genético de los cultivos en ocasiones no ha sido comprendido en toda su magnitud, debido a que aun la percepción de esta tecnología, aunque ya popularizada, no es bien interpretada. Se ve limitada, además, debido a la poca disponibilidad de genes de interés,

el pobre entendimiento de su funcionamiento y el desconocimiento del costo metabólico asociado con la inserción de nuevos genes y las interacciones que pueden ocurrir sobre todo para caracteres cuantitativos de plantas. La transformación se ha utilizado como un medio para simplificar la naturaleza compleja del mejoramiento genético de las plantas y que este sea sostenible desde el punto de vista agrícola (Simoens y Van Montagu, 1995; Simmonds, 1997).

Teniendo en cuanta lo anterior se hace necesario definir claramente los genes candidatos para ser empleados en la ingeniería genética que puede ser una herramienta novedosa e importante para los actuales programas de mejoramiento genético de Musa. En principio la ingeniería genética solo trabajaría con aquellos genes que representen caracteres importantes para ser introducidos en un germoplasma élite para su posterior perfeccionamiento a través de los métodos tradicionales de mejoramiento de Musa.

Sin embargo, las regulaciones gubernamentales pueden constituir el mayor obstáculo para la liberación de un genotipo transgénico de Musa spp. La aceptación y la percepción pública de dichos genotipos deben constituir el mayor reto para los mejoradores y biotecnólogos de Musa spp. (Aguilar y Colman, 2006).

Los métodos de transferencia asexual de genes mediante la transformación genética pueden ser utilizados para la introducción de caracteres ausentes en los bancos genéticos actualmente disponibles de Musa, así como en el mejoramiento genético de cultivares de Musa que no se pueden implementar a través del cruzamiento genético convencional tales como los bananos del subgrupo Cavendish y los plátanos pertenecientes al subgrupo Horn plantains. Un relativo éxito en la ingeniería genética de bananos y plátanos se ha logrado a través de la transferencia de genes de otras especies dentro de células de plantas (Sági et al., 1995).

Para la transformación genética de cultivares de bananos y plátanos se han utilizado diferentes protocolos entre los que se encuentran la electroporación de protoplastos derivados de suspensiones celulares embriogénicas (Sagi et al., 1994), el bombardeo de partículas de suspensiones de células embriogénicas (Sagi et al., 1995), así como el co-cultivo de meristemos (con heridas practicadas mecánicamente) (May et al. 1995) y el uso de agregados embriogénicos (Bermúdez-Caraballoso et al., 2004) con Agrobacterium tumefaciens.

La transformación genética vía Agrobacterium, es la de mayores expectativas para su aplicación, a través del empleo de tejidos diferenciados que pueden ser regenerados en plantas. Este método además ha sido aplicado en un gran número de cultivares de Musa e híbridos sintéticos (Bosque et al., 1998, Ganapathi et al., 2001, Khanna et al., 2004, Ortiz et al., 2005, Remy et al., 2005).

Otras investigaciones se han desarrollado usando la biotecnología y en particular la producción de plantas transgénicas que emplean genes que codifican para proteínas antifúngicas (Swennen et al., 2003). Sin embargo, este método tiene la desventaja de conferir resistencia monogénica la cual es considerada poco durable por la diversidad genética de las poblaciones de Mycosphaerella. No obstante, esta estrategia pudiera constituir una solución adecuada para lograr una resistencia durable en plantas con genes que confieran resistencia parcial (Mourichon, 2003).

Entre las estrategias más atractivas en la búsqueda de resistencia a las enfermedades causadas por hongos en cultivos de interés agrícola, está la obtención de plantas transgénicas que expresen genes de resistencia que codifiquen para la síntesis de enzimas hidrolíticas de origen fúngico o bacteriano (Lorito et al., 1998). Asimismo, la introducción de genes que expresen elicitores, que medien la respuesta defensiva (Keller et al., 1999) y péptidos con actividad antimicrobiana (Antimicrobial peptides) (Cary et al., 2000; Li et al., 2001). Estos últimos poseen un amplio espectro de actividad contra hongos y bacterias y la mayoría no son tóxicos para plantas ni mamíferos. Algunos ejemplos de estos compuestos lo constituyen: magaininas aisladas a partir de la una especie de rana africana (Bevins y Zasloff, 1990), cecropinas a partir de la mosca de seda gigante (Boman y Hultmark, 1987), proteínas de mamíferos (Ganz y Lehrer, 1994) y defensinas de plantas (Broekaert et al., 1995). La cecropina (De Lucca et al., 1997; Alan y Earle, 2002) y sus derivados (D4E1) (Cary et al., 2000; Rajasekaran et al., 2001) así como también péptidos híbridos con la melitina (Osusky et al., 2000) han mostrado potencial inhibitorio del crecimiento y desarrollo in vitro de importantes patógenos fúngicos. También para varios péptidos quiméricos del tipo cecropina–melitina se ha comprobado actividad antifúngica en ensayos de evaluación en condiciones de campo frente a Verticillium dahliae en el cultivo de la papa (Osusky et al., 2000).

De manera similar, la magainina ha sido efectiva contra algunas especies de hongos (Kristyanne et al., 1997). Li et al. (2001) demostraron la expresión reforzada de resistencia en líneas transgénicas de tabaco que expresaban un análogo de la magainina (Myp30). Chakrabarti et al. (2003) comprobaron la expresión exitosa de este péptido sintético y observaron una resistencia reforzada en plantas de tabaco y bananos. Basados en el amplio espectro de acción de la actividad antifúngica ya sea desde el punto de vista individual o combinado de la cecropina, magainina y sus derivados en el cultivo de bananos podría incrementar la resistencia a importantes patógenos fúngicos.

También se ha demostrado la aplicación exitosa de proteínas de origen vegetal que presentan diferentes actividades antifúngicas (Broekaert et al., 1997; Yun et al., 1997). Estas pueden ser candidatos en la búsqueda de resistencia en el cultivo de plátanos y bananos debido a su probada actividad in vitro frente a patógenos como Mycosphaerella fijiensis y Fusarium oxysporum f.sp. cubense, sin dejar de mencionar su efecto inocuo en humanos, mamífero y en los propios tejidos vegetales.

Varios cientos de líneas transgénicas de Musa en particular de plátanos que expresan AMPs han sido desarrolladas en diferentes laboratorios (KULeuven, IBP) (Remy, 2000, Kosky et al., 2004).

Según Pérez (2000) existen varias clases de proteínas antifúngicas involucradas en la inhibición de la síntesis de la pared celular del hongo o que deterioran su estructura y/o sus funciones; pudiendo ocurrir otras perturbaciones de la estructura de la membrana celular del hongo provocando la lisis celular de este y con ello la muerte.

De acuerdo con Selitrennikoff (2001), entre las proteínas antifúngicas más conocidas están: Proteínas relacionadas con la patogénesis PR, (pathogenesis related proteins). Las plantas al ser expuestas a patógenos como hongos y virus, producen compuestos antimicrobianos de bajo peso molecular llamadas: fitoalexinas, péptidos antimicrobianos y pequeñas proteínas (tioninas y defensinas).

Existen otros grupos de proteínas con actividad antifúngica entre ellas: las proteínas que transfieren lípidos (Lipid Transfer proteins), proteínas asesinas (Killer protein), las inhibidoras de proteasas, entre otras (Selitrennikoff, 2001).

Una posible solución al serio problema causado por la Sigatoka negra, en el cultivo de plátanos y bananos, está dirigida hacia la generación de variedades con resistencia incorporada (Gómez-Lim et al., 2004). Para ello, se han utilizado genes que codifican para proteínas de defensa contra hongos como las defensinas (Broekaert et al., 1995), péptidos antimicrobianos (Maloy y Karim, 1995), quitinasas y glucanasas (Melchers y Stuiver, 2000). Se han regenerado plantas transgénicas de banano de varios cultivares con construcciones que expresan proteínas del tipo defensinas (Remy et al., 1998), quitinasas y glucanasas (Chong et al., 2004; Gómez-Lim et al., 2004) y magaininas (Chakrabarti et al., 2003).

Evaluación de la resistencia de genotipos de Musa spp. frente Fusarium oxysporum f.sp. cubense (Foc).

La evaluación de la resistencia a las diferentes razas de Fusarium oxysporum f.sp. cubense es el primero y más importante de todos los pasos seguidos para seleccionar un nuevo material vegetal mejorado. Los primeros procedimientos de evaluación fueron inadecuados, ya que los clones tetraploides supuestamente resistentes fueron atacados después por la raza 4. Existen dos sistemas fundamentales de evaluación: (1) rizomas sembrados en el campo o cantero con inóculo natural o artificial y (2) plántulas, rizomas pequeños o plantas procedentes del cultivo in vitro sembradas en macetas con inoculación artificial (Stover y Buddenhagen, 1986).

Evaluaciones en campo

La evaluación de clones tetraploides se desarrolló hasta 1965, como parte del programa de mejoramiento genético de Jamaica, mediante la siembra de estos en zonas donde se habían extraído plantas enfermas de ‘Gros Michel’ (Simmonds, 1966). Como criterio de evaluación consideraron que si más de dos plantas de cada diez presentaban síntomas internos o externos de la enfermedad, el clon se descartaba. Pero, sí solamente se enfermaban una o dos plantas el clon permanecía y entonces se procedía a la realización de observaciones periódicas para la detección de posibles respuestas a la marchitez causada por Foc.

Otro método consiste en la siembra de genotipos en hoyos que contenían restos de plantas infectadas con las razas 1 y 2. Esta estrategia de evaluación comprendía de 18 a 24 meses para evaluar la respuesta a la enfermedad (Rowe y Richardson, 1975).

Hwang et al. (1994) encontraron un clon del subgrupo Cavendish (GCTCV-215-1) resistente a Fusarium oxysporum f. sp. cubense raza 4 durante el período evaluado en condiciones de campo. Este genotipo mostró un 4.8% de síntomas de marchitez mientras que en el clon Cavendish Gigante manifestó un 39.1%.

La evaluación de nuevos genotipos en suelos naturalmente infectados ha sido un método comúnmente utilizado. Por ejemplo: Houbin et al. (2004) evaluaron la resistencia de clones de bananos en campo con suelo infectado naturalmente con la raza 4 de Foc en China. Las evaluaciones fueron realizadas a los 12 meses después de la plantación y consistieron en determinar el porcentaje de plantas que habían sobrevivido al ataque del patógeno, en combinación con la presencia de síntomas externos y decoloración vascular de los tejidos. Teniendo en cuenta dichos criterios los genotipos fueron clasificados como susceptibles (Williams,’FHIA-17’, ‘Gros Michel’, ‘Baxijiao’), intermedio (‘CRBP-39’, ‘TMBx5295-1’, ‘FHIA-17’, ‘FHIA-18’, ‘SH-3640’ y ‘SH3436-9’) y resistentes (‘FHIA-02’, ‘FHIA-03’, ‘Rose’, ‘FHIA-23’, ‘GCTCV-119’ y ‘FHIA-21’).

Evaluación en macetas

Cuando la raza 2 y otra raza no identificada se detectaron en Jamaica, la evaluación de la resistencia se desarrolló a partir de pruebas en macetas, en condiciones controladas en casa de cultivo. No obstante, las pruebas en macetas no siempre tenían correlación con las pruebas en campo. Por ello, se planteó que la resistencia al Mal de Panamá no estaba suficientemente estudiada y los clones se clasificaron de acuerdo con la frecuencia y síntomas evidentes o síntomas internos del cormo con respecto a las plantas sanas (Menéndez y Shepherd, 1975).

Sherpherd y Lacy (1968) seleccionaron plántulas de clones diploides, en macetas inoculadas con una suspensión concentrada de esporas del patógeno, dado a que los diploides resultado de selecciones rutinarias demostraban un nivel insuficiente de resistencia a la marchitez. Por su parte, Vakili (1965) también seleccionó plántulas en macetas y sus técnicas fueron las más rigurosas de todas las pruebas descritas. Las mismas consistieron en sumergir plántulas enraizadas durante una noche en una suspensión de esporas y luego transplantarlas a macetas y evaluarlas durante un mes. Posteriormente se seleccionaban las plantas sobrevivientes, las cuales eran transferidas a nuevas macetas para realizar la inoculación del suelo con una suspensión conidial. En esta segunda selección se utilizó el bioensayo del corte de raíz en las plántulas sobrevivientes para facilitar el proceso infeccioso.

Sun y Su (1984) probaron la respuesta a la raza 1 y 4 de Fusarium oxysporum f. sp. cubense de plantas derivadas del cultivo de meristemos. Estas se lavaron en agua corriente y se colocaron en una suspensión conidial por un minuto. Las plantas inoculadas se replantaron e incubaron a 28 0C en una cámara de crecimiento. A las dos semanas posteriores a la inoculación casi todas las plantas mostraron síntomas externos de amarillamiento de las hojas y en cuatro semanas se observó la caída y muerte de las hojas y del pseudotallo. Mediante esta técnica, la respuesta diferencial del cv. ‘Cocos’ (un ‘Gros Michel’ semienano) y los cv. Cavendish a la raza 4 (y no a la raza 1) se estableció fácilmente. Estos autores plantearon que las plantas provenientes del cultivo de tejidos son materiales prometedores para seleccionar resistencia a la marchitez causada por Fusarium oxysporum f. sp. cubense.

Por otra parte, Hwang et al. (1984) establecieron un programa de evaluación masiva para detectar resistencia a la raza 4, donde las plantas provenientes del cultivo in vitro se plantaron en macetas que contenían suelo infectado con el patógeno. Después de 3 a 4 meses las plantas sobrevivientes se seleccionaron y los rizomas se examinaron para obtener evidencias de infección. Las plantas libres de infección se multiplicaron in vitro para la realización de las pruebas adicionales.

De igual forma, Novak et al. (1992) mediante la técnica de corte de raíz, inocularon plántulas enraizadas de banano con una suspensión conidial (5x105 conidios/ml) durante 10 minutos y obtuvieron alrededor de las 2-3 semanas después del tratamiento síntomas de marchitez en los genotipos susceptibles.

Matsumoto et al. (1995) realizaron bioensayos de tolerancia a Fusarium oxysporum f. sp. cubense raza 1 en plántulas de un mes de aclimatizadas y en minirrizomas de 4 meses en esta misma fase. Los minirrizomas seleccionados mostraron tolerancia a la enfermedad, lo cual no fue observado en las plántulas.

En el Instituto de Biotecnología de las Plantas en el programa de mejoramiento genético para la resistencia a Fusarium oxysporum f. sp. cubense se ha trabajado con la utilización de la variación somaclonal, la inducción de mutaciones y la evaluación in vitro en los cultivares ‘Gros Michel’ (Musa AAA) y ‘Manzano’ (Musa AAB). De una población de 17 000 somaclones se seleccionaron después de cinco ciclos en campo, cuatro somaclones de ‘Gros Michel’ que mostraron resistencia a Foc (Pérez et al., 2000).

En un estudio ultraestructural realizado por Hecht-Buchholz et al. (1998) en plántulas del cultivar ‘Cavendish Enano’, cultivadas en hidropónico e infectadas y no infectadas con Fusarium oxysporum f. sp. cubense raza 4, estos autores evaluaron el efecto de diferentes concentraciones de zinc y demostraron que los mecanismos de defensa tales como la formación de tilosas, están influenciados por los niveles de este compuesto.

Gunavathi et at. (2004), evaluaron la respuesta de ocho híbridos de bananos, cinco cultivares utilizados como parentales y siete cultivares comerciales en invernadero frente a Fusarium oxysporum f.sp. cubense (raza 1) así como el complejo Fusarium-nemátodos (Fusarium y una población mezclada de los fitonemátodos: Pratylenchus coffeae, Radopholus similis y Helicotylenchus multicinctus). Los híbridos incluidos en dicho estudio fueron: ‘H-59’ (AA), ‘H-65’ (AA), ‘H-103’ (AA), ‘H-109’ (AA), ‘H-110’ (AA), ‘H-201’(AA), ‘H 107’ (AA), H 96/7 (ABB). Los cultivares parentales fueron: ‘Matti’, ‘Anaikomban’, ‘Pisang lilin’, ‘Sannachenkadali’y ‘Namarai’ (todos AA) así como los cultivares comerciales ‘Red banana’ (AAA), ‘Robusta’ (AAA), ‘Rasthali’ (Silk, AAA), ‘CO.1’ (AAA), ‘Nendran’ (French Plantain, AAB), ‘Poovan’ (Mysore, AAB) y ‘Karpooravalli’ (‘Pisang awak’, ABB). De los 20 genotipos evaluados, los híbridos diploides ‘H-65’, ‘H-109’, ‘H.103’ y ‘H-201’, los parentales ‘Anaikomban’, ‘Pisang lilin’, ‘Tongat’ y el cultivar comercial ‘Robusta’ mostraron niveles de resistencia al marchitamiento por Fusarium mientras que el resto mostraron susceptibilidad. Cuando los genotipos fueron evaluados frente al complejo Fusarium-fitonemátodos, los híbridos ‘H-65’, ‘H-103’, ‘H-109’ y ‘H-201’, los parentales ‘Anaikomban’ y ‘Pisang lilin’ fueron menos afectados que el resto de los genotipos. Esto demostró su potencial como fuentes de resistencia en los programas de mejoramiento genético.

Un método novedoso y útil fue desarrollado por Mak et al. (2004), estos autores emplearon una doble bandeja (una interna perforada que contiene substrato estéril, se utiliza para el cultivo de plantas procedentes del cultivo de tejidos), la misma descansa sobre otra bandeja externa de mayor tamaño que contiene una solución nutritiva de Hoagland así como un lixiviado de esporas del patógeno. Mediante este método se han logrado evaluar los siguientes cultivares de banano ‘Intan’ (Pisang Berangan, AAA), ‘Gold Finger’ (AAAB), ‘Novaria’ (Cavendish, AAA), y ‘Mutiara’ (accesión mejorada del ‘Pisang Rastali’, AAB). Este método además de ser rápido y reproducible, permitió eliminar la contaminación cruzada de razas de Foc, así como evaluar la patogenicidad y virulencia de múltiples aislados de Foc. Por otra parte se pudo caracterizar la respuesta de varios cultivares referenciales bajo condiciones controladas y permitir su posterior implementación en apoyo a los programas de mejoramiento genético sin que los factores ambientales fueran una impedimenta en la evaluación de la resistencia.

Selección in vitro

La selección in vitro es un método que permite la identificación de genotipos resistentes en una población de plantas cultivadas in vitro. Filtrados de cultivo de Foc han sido utilizados como agente selectivo por diversos investigadores.

Mendes et al. (1993) mediante la utilización de la técnica de difusión del filtrado en el medio de cultivo, lograron reproducir la respuesta de clones susceptibles y resistentes a Fusarium oxysporum f. sp. cubense, después de 4 semanas de exposición en el medio. Matsumoto et al. (1999) realizaron la selección de mutantes del cv. ‘Manzano’ (AAB, susceptible) resistentes al Mal de Panamá.

Cárdenas et al. (2004) evaluaron el efecto del filtrado de cultivo de Fusarium oxysporum f.sp. cubense (Foc) en microsecciones de rizomas de bananos sobre el crecimiento de plantas in vitro de bananos en fase de enraizamiento. Estos autores utilizaron concentraciones del filtrado de cultivo entre 40 y 60%, las cuales fueron efectivas para la selección temprana de plantas in vitro del cv. ‘Gros Michel’ (AAA) resistentes al patógeno. En condiciones de aclimatización, la incidencia de la enfermedad en ‘Gros Michel’ fue del 75% inferior en plantas que habían sido preseleccionadas con el filtrado de cultivo con respecto a plantas control. Además, la severidad interna de los síntomas detectada por la decoloración de los rizomas, fue 70% inferior en plantas preseleccionadas con el filtrado de cultivo. Estos resultados indicaron la posibilidad de utilizar el filtrado de cultivo de Foc como agente selectivo in vitro en la búsqueda de resistencia a la marchitez causada por Fusarium. Estas plantas seleccionadas fueron evaluadas en condiciones de infección natural y durante su primer ciclo no se detectaron plantas enfermas.

Companioni et al. (2005) lograron diferenciar la respuesta entre cultivares de bananos, a través de funciones discriminantes y componentes principales, mediante un bioensayo de punción en hojas arrancadas, utilizando el filtrado de cultivo de Fusarium como agente selectivo. Este método mostró ser efectivo en una validación efectuada en diferentes cultivares de Musa procedentes de campo, mediante la evaluación de diversos parámetros bioquímicos.

Como se puede apreciar en lo tratado con anterioridad, existe una amplia diversidad de métodos de evaluación de la resistencia al Mal de Panamá en cultivares de Musa spp. El INIBAP facilita cultivares referenciados, contra los cuales deben ser evaluados los nuevos genotipos mejorados con respecto a su respuesta al marchitamiento causado por Fusarium. Entre estos están: ‘Gros Michel’ (AAA) susceptible a Raza 1, ITC1122; ‘Bluggoe’ (ABB) susceptible a Raza 2, ITC0643; Cavendish (AAA) cv. ‘Williams’ susceptible a Raza 4, ITC0570; cv. ‘Rose’ resistente a la raza ITC0712 (Carlier et al., 2003).

Evaluación de la resistencia de genotipos de Musa spp. frente a M.fijiensis

Las enfermedades de las manchas foliares causadas por Mycosphaerella spp. son las más

importantes de los bananos y plátanos en el contexto mundial. Se han elaborado documentos que proporcionan información útil a través del uso de protocolos para la evaluación de la resistencia a estos patógenos (Carlier et al., 2003). Las evaluaciones extensivas de la resistencia frente M.fijiensis utilizan metodologías simplificadas para obtener la información necesaria sobre la respuesta de los genotipos de interés, bajo las condiciones locales que requiera cada estudio, así como la información básica sobre la resistencia y tolerancia a dichas enfermedades.

Evaluación en campo

La evaluación en campo en condiciones naturales de infección fue durante mucho tiempo el único método disponible para seleccionar los cultivares de Musa resistentes a la Sigatoka negra. Aunque es relativamente simple está condicionado por factores medioambientales (clima, suelo, temperatura, humedad) que pueden afectar la expresión de la resistencia. Además, se requiere un gran número de observaciones debido a irregularidades en la distribución de la densidad de inóculo y el desarrollo de la infección. Las condiciones variables y el alto costo del mantenimiento de las plantaciones en condiciones de campo, hacen que los procesos de evaluación sean inconvenientes como una prueba rápida para identificar genotipos resistentes. Las evaluaciones en el campo además deben estar validadas por la comparación de los genotipos de interés con cultivares de referencia en pruebas multilocales (Mourichon, 1995).

La evaluación de plantas jóvenes de Musa para la respuesta a M. fijiensis con inóculo natural de plantas enfermas en condiciones de campo ha sido empleada para evaluación de genotipos de Musa procedentes de programas de mejoramiento genético. Sus resultados han sido comparables con los obtenidos en plantas adultas y contribuye a disminuir al menos la mitad del tiempo necesario para conocer la respuesta de las plantas a la enfermedad con respecto a ensayos donde se siembran las plantas en condiciones naturales (Mourichon et al., 1987). Este método requiere menos espacio y atenciones respecto a las evaluaciones tradicionales y de este modo se reducen los costos para su mantenimiento.

La evaluación temprana de genotipos de Musa spp. frente a M.fijiensis, se ha abordado a través de la inoculación artificial mediante suspensiones conidiales (Mourichon et al., 1987), mediante la evaluación in vitro con toxinas del patógeno (Molina y Krausz, 1989; Okole y Schulz, 1997, Lepoivre et al., 2003) y la evaluación temprana en campo.

Mobambo et al. (1994), utilizaron plantas in vitro de tres híbridos de plátanos y los compararon con sus progenitores femenino y masculino en cuanto a la respuesta a la Sigatoka negra. Para ello aclimatizaron las plantas en bolsas de polietileno durante ocho semanas hasta que alcanzaron aproximadamente 30 cm de altura. Posteriormente las bolsas se transfirieron a condiciones naturales en una parcela donde se encontraba sembrado un cultivar susceptible para garantizar una alta presión de inóculo. Después de dos meses evaluaron el tiempo de incubación, el tiempo de evolución de los síntomas, el tiempo de desarrollo de la enfermedad, la hoja más joven manchada y el tiempo de vida de la hoja. Los resultados validaron el uso del método utilizado.

Evaluación en casa de cultivo

El principal objetivo de varios programas de mejoramiento genético está dirigido hacia el incremento de la eficiencia de la selección de individuos resistentes de Musa frente a la enfermedad con el desarrollo de métodos de evaluación temprana que permitan realizar evaluaciones preliminares de los genotipos de interés (Mourichon, 1995).

La inoculación artificial en condiciones controladas simplifica los procesos de evaluación. Es un método apropiado para la producción de inóculo, para la evaluación de las plantas y la intensidad de los síntomas, además, puede ser utilizada para evaluar cultivares altamente resistentes (Resistencia cualitativa o vertical) y parcialmente resistente (Resistencia cuantitativa u horizontal), con el uso de aislados del patógeno que sean representativos en términos de agresividad y virulencia. Además, se puede controlar la presión de inóculo así como utilizar plantas de la misma edad y con un mayor grado de uniformidad (Mourichon et al., 2000).

Según el informe de INIBAP presentado por el grupo de Sigatoka en el encuentro en Guadalupe en 1997 (Frison et al., 1997) y ratificado en Costa Rica (Jácome et al., 2003) en la tercera reunión de trabajo del grupo Sigatoka de PROMUSA una de las principales prioridades de investigación está relacionada con la implementación y estandarización de métodos de inoculación artificial en condiciones controladas. Por ello, los estudios de evaluación temprana de la resistencia a la Sigatoka negra mediante diferentes metodologías de inoculación artificial contribuirán a dar respuesta a este planteamiento.

Evaluación y selección in vitro

Según Kosky (1998) la evaluación in vitro puede utilizarse en la evaluación de resistencia a diversas enfermedades, debido a los rápidos avances de las técnicas del cultivo de tejidos para diferentes hospederos y a las contribuciones que se han realizado en el campo de la fitopatología mediante las diferentes metodologías in vitro, en la interpretación de los mecanismos básicos de virulencia del patógeno y en los mecanismos de defensa del hospedero. El método más común en el desarrollo de sistemas de evaluación in vitro, para buscar la resistencia a enfermedades empleando el cultivo de tejidos ha sido el uso de las toxinas del patógeno como agente selectivo. Tanto las toxinas o el filtrado de cultivo pueden ser incorporados uniformemente a los medios de cultivos de células, órganos y plantas. Pérez (1998), refirió que la evaluación in vitro, permite aprovechar la variabilidad existente, siendo un método efectivo en la obtención de variedades en muchas especies de plantas.

La observación de los síntomas causados M. fijiensis en hojas de plátanos y bananos correspondientes a manchas necróticas rodeadas de bordes cloróticos, sugiere la participación de fitotoxinas en el avance y progresión de los mismos (Molina y Krausz, 1989). Algunos autores han desarrollado bioensayos para confirmar la liberación de fitotoxinas en filtrados de cultivo M. fijiensis (Harelimana et al., 1997). Dentro de los principales compuestos aislados a partir del filtrado de cultivo de M. fijiensis se destacan: 2,4,8-trihidroxitetralone, 5-hidroxi-1,4-naphtalenedione (juglone), ácido 2-carboxi-3-hydroxicinnámico, ácido-dimetil-ester-2-carboxi-3-metoxicinnámico, ácido isocracínico y 4-hidroxicytalone (Bussogoro et al., 2004).

Debido a que varias de las toxinas de M. fijiensis han mostrado su actividad biológica a través de bioensayos, existe la posibilidad de utilizarlas como agente selectivo en poblaciones de plantas regeneradas a partir del cultivo in vitro. La evaluación de genotipos resistentes mediante el empleo de las toxinas como agente selectivo requiere del conocimiento del mecanismo de acción de estas. Harelimana et al. (1997) demostró que los cloroplastos son los sitios de acción primaria de las toxinas de M. fijiensis.

Leegood y Malkin (1986) lograron a través de técnicas de laboratorio aislar los sistemas subcelulares que componen el aparato fotosintético contenidos en cloroplastos íntegros. Ello facilitó el estudio de efecto de metabolitos tóxicos producidos por agentes fitopatógenos a dicho nivel.

Varios métodos se han desarrollado para la evaluación de la resistencia de Musa spp. frente al filtrado de cultivo de M. fijiensis mediante la determinación de varios parámetros. Entre ellos se destacan: la inducción de necrosis en hojas, la determinación de la pérdida de electrólitos evaluando la conductividad, la medición de la fluorescencia clorofílica y la evaluación de la inhibición del transporte electrónico a nivel de suspensiones de cloroplastos (Lepoivre et al., 2003, Bussogoro et al., 2004).

Sin embargo, Okole y Schulz (1997), refirieron un sistema para la evaluación in vitro de plantas resistentes a M. fijiensis con el uso de las toxinas del patógeno. Las mismas se adicionaron al medio de cultivo donde colocaron fragmentos cortados del pseudotallo (400μm) de plantas in vitro. Estos autores realizaron dos selecciones consecutivas y luego evaluaron en casa de cultivo las plantas regeneradas, las cuales mostraron niveles de resistencia frente a los metabolitos del hongo y a la inoculación artificial del patógeno con el empleo de conidios.

Según los resultados de García et al. (1997) en la evaluación in vitro de multiyemas y plantas in vitro de bananos, sugiere que este método puede constituir una herramienta útil en los programas de mejoramiento genético de bananos a la Sigatoka negra.

Busogoro et al. (2004), mediante suspensiones de cloroplastos obtenidas a partir de dos cultivares de banano (‘Fougamou’ y ‘Grande Naine’), lograron establecer una correspondencia entre la resistencia de los cultivares de Musa spp. al juglone y la capacidad de las suspensiones de cloroplastos de reducir el colorante DCPIP (diclo-fenil-feno-indol), mediante un método espectofotométrico (lectura a 595 nm). Estos autores atribuyeron además el efecto perjudicial del juglone sobre la integridad fotosintética debido a eventos oxidativos que provocaron la incapacidad de las células del cultivar susceptible de detoxificar eficientemente las especies reactivas de oxígeno. Los niveles de ácido ascórbico fueron considerados por dichos autores como un factor clave en la capacidad de los tejidos de bananos para enfrentar los eventos oxidativos provocados por la aplicación de las toxinas.

En este sentido Leiva-Mora et al. (2004) lograron demostrar el efecto del juglone (toxina producida por Mycosphaerella fijiensis) sobre el sistema antioxidante de las Superóxido dismutasas en los cultivares ‘Fougamou’ (ABB) y ‘Grande naine’ (AAA) mediante electroforesis en geles de poliacrilamida al 10% en condiciones nativas. En ambos genotipos se observaron cambios en la expresión de este sistema isoenzimático antioxidante respecto a los controles sin aplicación de la toxina. En el cultivar ‘Grande naine’ (AAA), susceptible, a partir de las 4 h desapareció una isoforma presente en el control, mientras que en el ‘Fougamou’ (ABB) parcialmente resistente, a partir de las 2 h se observó una nueva isoforma la cual se mantuvo hasta las 48 h después de la inyección de juglone. Este resultado mostró una correspondencia entre los patrones proteicos de isoformas del sistema de las superóxido dismutasas y la tolerancia al estrés oxidativo causado por el juglone en cultivares de Musa spp.

El-Hadrami et al. (2005) estudiaron la producción de especies reactivas de oxígeno (reactive oxygen species, ROS) en dos cultivares de bananos (‘Grande naine’ y ‘Fougamou’), los cuales fueron altamente susceptible y tolerantes respectivamente al juglone. Estos autores observaron en el cultivar ‘Fougamou’ una temprana liberación de especies reactivas de oxígeno y peróxido de hidrógeno, así como la estimulación temprana de los sistemas antioxidantes de las superóxido dismutasas, catalasas y peroxidasas a diferencia del cultivar ‘Grande Naine’ en el cual se observó una débil y tardía generación de los mismos.

El INIBAP a través de sus guías técnicas, mantiene un listado de genotipos disponibles los cuales se encuentran diagnosticados contra virus (‘Yangambi km 5’ altamente resistente, ITC1123; ‘Calcutta 4’, altamente resistente, ITC0249; ‘Pisang lilin’, parcialmente resistente (alto), ITC1400; ‘Pisang Ceylan’, parcialmente resistente, ITC1441; ‘Pisang Berlin’ susceptible, ITC0611; ‘Grande naine’ susceptible, ITC1256), los cuales son considerados como materiales de referencias en la evaluación de la resistencia de los nuevos genotipos mejorados en su respuesta al patógeno en campo.

Si se toma en consideración todo lo mencionado en el presente trabajo, se puede resumir que los bananos y plátanos significan la seguridad alimentaria en muchas regiones del mundo y por ello la necesidad de potenciar el mejoramiento genético frente a Fusarium oxysporum f. sp. cubense y Mycosphaerella fijiensis (patógenos que amenazan con la desaparición de los mismos). Sin embargo, a pesar de lo difícil del mejoramiento genético de Musa spp., varios programas han logrado obtener y liberan híbridos resistentes frente a dichos patógenos fúngicos. La Biotecnología vegetal con el desarrollo de técnicas mutagénicas, el uso de la variación somaclonal, la embriogénesis somática y más recientemente el empleo de técnicas de transformación genética, ha logrado avances prometedores en el mejoramiento genético de Musa spp. Finalmente la evaluación en condiciones campo de la resistencia de genotipos de Musa spp. frente Foc y M. fijiensis deben complementarse con el desarrollo de metodologías de evaluación temprana reproducibles ya sea utilizando el patógeno o sus derivados.

REFERENCIAS

Aguilar, FX, Kohlmann B (2006) Willingness to consume and produce transgenic bananas in Costa Rica. International Journal of Consumer Studies. 30 (6): 544–551

Alan, AR, Earle ED (2002) Sensitivity of bacterial and fungal pathogens to the lytic peptides, MSI-99, magainin II, and cecropin B. Mol. Plant-Microbe Interact. 15:701-708

Banerjee, N, De-Langhe L (1985) A tissue culture technique for rapid clonal propagation and storage under minimal growth conditions of Musa (banana and plantain). Plant Cell Reports 4: 351-354

Bermúdez-Caraballoso, I, García L, Acosta M, Padrón Y, Herrera IL, Orellana PP, Veitía RN, Romero C, Clavelo J (2004) Agronomic performance of ‘Gros Michel’ somaclones selected for resistance to Fusarium oxysporum f. sp. cubense. En: 2nd International Symposium on Fusarium wilt on banana. Salvador de Bahía. Brasil. 22-26 de Septiembre de 2003

Bermúdez-Caraballoso, I, Kosky RG, Chong B, Reyes M, Machado JM, Portal O, Ocaña B, Alvarado- Capó Y, Leiva M, Acosta SM, Cruz MM, Roque PB, Sweenen R, Sagi L, Hernández L (2004) Transformación genética mediada Agrobacterium tumefaciens de suspensiones celulares embriogénicas de banano cultivar ‘Grande naine’ (AAA). Biotecnología vegetal 4(1): 31-37

Bevins, CL, Zasloff M (1990) Peptides from Frog Skin. Annual Review of Biochemistry 59:395-414

Bhagwat, Duncan (2006) The Study on the pathogenesis and control of Banana vascular wilt. Chinese Agricultural Science Bulletin 22 (8): 515-519

Boman HG, Hultmark D (1987) Cell free immunity in insects. Ann. Rev. Microbiol. 41: 103-126

Bosque, NB, May GD, Arntzen CJ (1998) Applicability of an Agrobacterium system for the transformation of Musa species with diverse genomic constitution and ploidy level. Electronic Journal of Biotechnology 1 (1):1-10

Broekaert, W, Terras F, Cammue B, Osborne R (1995) Plant defensins: novel antimicrobial peptides as components of the host defense system. Plant Physiol. 108: 1353-1358

Broekaert, W, Terras F, Cammue B, Osborne R (1995) Plant defensins: novel antimicrobial peptides as components of the host defense system. Plant Physiol. 108: 1353-1358

Broekaert, WF, Cammue BPA, De-Bolle M, Thevissen K, De-Samblanx G, Osborn RW (1997) Antimicrobial peptides from plants. Crit. Rev. Plant Sci. 16: 297-323

Busogoro, JP, Etame JJ, Harelimana G, Lognay G, Messiaen J, Lepoivre P, Van Cutsem P (2004) Experimental evidence for the action of M. fijiensis toxins on banana photosynthetic apparatus. En: Jain, SM, Swennen, R (ed). Banana improvement: cellular, molecular biology, and induced mutations, pp. 161-170. Science Publishers, Inc, Enfield

Cardenas, JE, Pocasangre L, Riveros AS y Rosales F (2004) Early selection of vitroplants of ‘Gros Michel’ for resistance to Fusarium oxysporum f. sp. cubense race 1. En: 2nd International Symposium on Fusarium wilt on banana. Salvador de Bahía. Brasil. 22-26 de septiembre de 2003

Carlier, J, De-Waele D, Escalant JV (2003) Evaluación global de la resistencia de los bananos al marchitamiento por Fusarium, enfermedades de las manchas foliares causadas por Mycosphaerella y nemátodos. Guías Técnicas de INIBAP. (6) pp. 15-20. INIBAP. Montpellier

Carlier, J, Fouré E, Gauhl F, Jones D, Lepoivre P, Mourichon X, Pasberg-Gauhl C, Romero R (2000) Black Leaf Streak. En: Jones, D (Ed.) Fungal Disease of the Foliage. Cap. 2, pp. 67-72. CAB International, Wallingford

Cary, JW, Rajasekaran K, Jaynes JM, Cleveland TE (2000) Transgenic expression of a gene encoding a synthetic antimicrobial peptide results in inhibition of fungal growth in vitro and in planta. Plant Sci. 154:171–181

Chakrabarti, A, Ganapathi TR, Mukherjee PK, Bapat VA (2003) MSI-99, a magainin analogue, imparts enhanced

disease resistance in transgenic tobacco and banana. Planta 216:587-596

Chandler, S (1995) The nutricional value of banana. En: Gowen, S. (Ed.) Bananas and plantains. Chapman y Hall. London

Chong, PB, Bermúdez CI, López J, Machado J, Portal O, Alvarado Y, Swennen R, Sagi L, Gómez KR (2004) Genetic transformation using chimeric antifungal genes. 1st. International Congress on Musa. Penang, Malasya

Cote, F, Domerque R, Monmarson S, Schwendiman J, Teisson C, Escalant J (1996) Embryogenic cell suspension from the male flower of Musa (AAA) cv. ‘Grand naine’. Physiol. Plant. 97:285-290

Cronauer, SS, Krikorian AD (1984) Multiplication of Musa from Excised Stem Tips. Annals of Botany 53: 321-328

Crous, P, Mourichon X (2002) Mycosphaerella eumusae and its anamorph Pseudocercospora eumusae spp. Nov., causal agent of eumusae leaf spot disease of banana. Sydowia 54: 35-43

De-Gray, G, Rajasekaran K, Smith F, Sanford J, Daniell H (2001) Expression of an antimicrobial peptide via the chloroplast genome to control phytopathogenic bacteria and fungi. Plant Physiol. 127: 852– 862

De-Langhe, E (1996) Banana and plantain: The earliest fruit crop. INIBAP Annual Report, INIBAP. Monpellier

De-Lucca, AJ, Bland JM, Jacks TJ, Grimm C, Cleveland TE, Walsh TJ (1997) Fungicidal activity of cecropin A. Antimicrobial Agents in Chemotherapy 41: 481- 483

Drew, RA, Smith MK (1990) Field evaluation of tissue-cultured bananas in south-eastern Queensland. Australian Journal of Experimental Agriculture 30: 569-574

El-Hadrami, A, Kone D, Lepoivre P (2005) Effect of juglone on active oxygen species and antioxidant enzymes in susceptible and partially resistant banana cultivars to Black Leaf Streak Disease. European Journal of Plant Pathology 113: 241-254

Escalant, JV (1989) Somatic embryogenesis and plants from immature zygotic embryos of the species Musa acuminata and Musa balbisiana. Plant Cell Reports 7 (8): 665-668

Ferris, S, Vuylsteke D, Ortiz R (1994) Fruit evaluation of IITA black sigatoka resistant tetraploid plantain hybrids. Abstracts of XXIVTH International Horticultural Congress, Kyoto, Japan, 21-27 agosto de 1994

Frison, E, Orjeda G, Sharrock S (1997) Proceedings of meeting held in Gosier, Guadaloupe. International network for the improvement of banana and plantain. Proc Natl Acad Sci USA. 82: 5824-5828

Ganapathi, C, Srinivas L, Suprasanna P, Bapat V (2001) Regeneration of plants from alginate - encapsulated somatic embryons of bananas cv. Rasthali (Musa spp. AAB group). In vitro cell Dev. Plant 37: 178-181

Ganapathi, TR, Higgs NS, Balint-Kurti PJ, Arntzen CJ, May GD, Van-Eck JM (2001) Agrobacterium-mediated transformation of embryogenic cell suspensions of the banana cultivar Rasthali (AAB). Plant Cell Reports 20(2): 157-162

Ganz, T, Lehrer RI (1994) Defensins. Cur. Opin. Immunol. 6:584– 589

García, L, Herrera IL, Bermúdez I, Veitía N, Clavero J, Acosta M, Romero C (1997) Metodología para la selección in vitro de Mycosphaerella fijiensis Morelet en banano. INFOMUSA. 6(1):14-15

García, L, Herrera IL, Bermúdez I, Clavero J, Bermudez I, Veitía N, Acosta SM (2004) Efecto del filtrado de cultivo de P. fijiensis Morelet sobre yemas adventicias de cultivares de Musa spp. Biotecnología vegetal 4(1):21-27

Gauhl, F, Pasberg-Gauhl C, Vuylsteke D, Ortiz R (1993) Multilocational evaluation of black sigatoka resistance in banana and plantain. IITA Research guide 47. Ibadan, Nigeria: IITA

Kosky, RG (1998) Cultivo de células y tejidos. En: Pérez JN (Ed.) Propagación y Mejora Genética de Plantas por Biotecnología, pp 25-44. IBP, Santa Clara

Kosky, RG, Deferia M, Posada LP, Gilliard T, Martínez FB, Reyes MV, Chávez MM, Quiala ME (2002) Somatic embryogenesis of the banana hybrid cultivar ‘FHIA-18’ (AAAB) in liquid medium and scaled-up in a bioreactor. Plant Cell Tissue Organ Culture 68: 21-26

Gómez, LMA, González JA, Ortiz JL, Aguilar MI, Sandoval J (2004) Logros y perspectivas de la transformación genética en banano. Publicación especial XVI Reunión Internacional ACORBAT 2004. Oaxaca. México

Hahn, Sk, Vuylsteke D, Swennen R (1990) First reactions to ABB cooking bananas distributed in southeastern Nigeria. Proceedings of an international workshop, San José, Costa Rica, March 1989. INIBAP. Montpellier

Hecht, BC, Borges PA, Fernandez FM y Borges AA (1998) Influence of zinc nutrition on Fusarium wilt of banana - an electron microscopic investigation.En: Saúco, V (ed.), Proceedings of the first international symposium on banana in the subtropics. Galán. INIBAP. Montpellier

Hernández, R (1995) Selección in vitro e invernadero de clones de Musa sp. para la evaluación de su resistencia a la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet). Tesis en opción del grado científico de Master en ciencia. CATIE

Hwang, SC, Ko WH (2004) Cavendish banana cultivars resistant to Fusarium wilt acquired through somaclonal variation in Taiwan. Plant Disease. 88(6): 580-588

Hwang, SC, Chao CP, Ko WH (1994) GCTCV-215-1: a promising Cavendish clone resistant to Race 4 of Fusarium oxysporum f. sp. cubense. Proceedings: International Symposium on recent developments in banana cultivation technology. INIBAP. Montpellier

Hwang, SC, Chen CL, Lin JC, Lin HL (1984) Cultivation of banana using plantlets from meristem culture. Hortscience 19 (2): 231-233

Jácome, L (2003) Population biology and epidemiology. En: Jácome, L, Lepoivre P, Marín D, Ortiz R, Romero R, Escalant V (eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica. pp. 107-110. INIBAP. Montpellier

Jain, M (2002) Informe sumario de la Cuarta Reunión final de investigaciones coordinadas de FAO/IAEA sobre la Biología celular y biotecnología incluyendo técnicas de mutación para la creación de nuevos genotipos útiles de banano. INFOMUSA. 11(1): 14-15

Ji, C, Kué J (1996) Antifungal activity of cucumber â-1,3-glucanase and chitinase. Physiol. Mol. Plant Pathol. 49:257-265

Johanson, A (1998) Detection of banana leaf spot pathogens by PCR. Bulletin OEPP/OPPO 25: 99-107

Jones, D (2000) Fungal disease of the foliage. En: Jones D (ed).Diseases of Banana; Abacá and Enset, pp. 48-71 CABI Publishing, Wallingford

Jones, D (2003) The distribution and importance of Mycosphaerella leaf spot disease of banana. En: Jacome, L, Lepoivre P, Marín D, Ortiz R, Romero R, Escalant V (eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica. pp. 25-42 INIBAP. Montpellier

Jongedijk, E, Tigelaar H, Van-Roekel JSC, Bres-Vloemans SA, Dekker I, VanDen Elzen PJM, Cornelissen BJC, Melchers L (1995) Synergistic activity of chitinases and â-1,3-glucanases enhances fungal resistance in transgenic tomato plants. Euphytica 85:173-180

Keller, H, Pamboukdjian N, Ponchet M, Poupet A, Delon R, Verrier JL, Roby D, Ricei P (1999) Pathogen induced elicitin production in transgenic tobacco generates a hypersensitive response and nonspecific disease resistance. Plant Cell. 11: 223– 235

Khanna, H, Becker D, Kleidon J, Dale J (2004) Centrifugation Assisted Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation (CAAT) of embryogenic cell suspensions of banana (Musa spp. Cavendish AAA and Lady finger AAB). Molecular Breeding 14(3): 239-252

Kim, MG, Lee KO, Cheong NE, Choi YO, Jeong JH, Cho MGJ, Kim SCH, Lee SY (1999) Molecular cloning and characterization of class III chitinase in pumpkin leaves, which strongly binds to regenerated chitin affinity gel. Plants Sci. 147:157-163

Kodyn, A, Zapata F (1999) Natural light as an alternative light source for the in vitro culture of banana (Musa acuminate cv. Grande naine). Plant Cell Tissue and Organ Culture 55: 141-145

Kristyanne, ES, Kim KS, Stewart JM (1997) Magainin 2 effects on the ultrastructure of five plant pathogens. Mycologia 89:353-360

Lepoivre, P, Busogoro JP, Etame J, ElHadrami A, Carlier J, Harelimana G, Mourichon X, Panis B, Riveros S, Sallé G, Strosse H, Swennen R (2003) Banana-Mycosphaerella fijiensis interactions. En: Jacome, L, Lepoivre P, Marín D, Ortiz R, Romero R, Escalant V (eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica. pp. 151-159. INIBAP Montpellier

Li, Q, Lawrence CB, Xing H Y, Babbitt RA, Bass WT, Maiti IB, Everett NP (2001) Enhanced disease resistance conferred by expression of an antimicrobial magainin analogue in transgenic tobacco. Planta 212:635–639

Lorito, M, Woo SL, Garcia I, Collude G, Harman GE, Pintor-Toro JA, Filippone E, Muccifora S, Lawrence CB, Zoina A, Tuzun S, Scala F, Fernandez IG (1998) Genes from mycoparasitic fungi as a source for improving plant resistance to fungal pathogens. Proc. Natl. Acad. Sci. 95:7860–7865

Ma, SS, Shii CI (1972) In vitro formation of adventitious buds in banana shoot apex following decapitation. Hort Science 19:231-233

Maloy, WL, Karim UP (1995) Structure-activity studies on magainins and others host defense peptides. Biopolymers. 37: 105-122

Marín, D, Romero R, Guzmán M, Sutton T (2003) Black Sigatoka: An increasing threat to banana cultivation. Plant disease 87(3): 208-222

Marín, D, Sutton T, Barrer A (2002) Diseminación del banano en Latinoamérica y el Caribe y su relación con la presencia de

Radopholus similis. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología 66: 62-75

Matsumoto, K, Luz BM, Copati-Souza LA, Batista TJ (1995) Race 1 Fusarium wilt tolerance on banana plants selected by fusaric acid. Euphytica 84 (1): 67-71

May, GD, Afza R, Mason HS, Wiecko A, Novak FJ, Artzen CJ (1995) Generation of transgenic banana (Musa acuminata) plants via Agrobacterium-mediated transformation. Bio/ Technology 13: 486-492

Melchers, LS, Stuiver MH (2000) Novel genes for disease. Curr. Op. Plant Biol. 3: 147-152

Mendes, BMJ, Rodríguez BIP, Tulmann A (1993) Effect of toxic filtrate of Fusarium oxysporum f. sp. cubense on the development of banana (Musa spp.) shoot tips. Fitopatología Brasileira 18(6):10-15

Mendes, BMJ, Rodriguez BIP, Tulmann NA (1993) Effect of toxic filtrates of Fusarium oxysporum f. sp. cubense on the development of banana (Musa cvs.) shoot tips. En: In vitro mutation breeding of bananas and plantains. Final reports of an FAO/IAEA co-ordinated research programme organized by the Joint FAO/IAEA Division of Nuclear Techniques in Food and Agriculture from 1988 to 1993. pp. 31-36. FAO Roma

Menéndez, T, Shepherd K (1975) Breeding new bananas. World Crops 104-112

Mobambo KN, Gauhl F, Vuylsteke D, Ortiz R, Pasberg-Gauhl C, Swennen R (1993) Yield loss in plantain from black sigatoka leaf spot and field performance of resistant hybrids. Field Crops Research 35:35-42

Mobambo, K (2002) Estrategias para el manejo integrado de la producción platanera y control de la Sigatoka negra en la República Democrática del Congo. Enfermedades. Control de la Sigatoka negra. INFOMUSA 11(1): 3-6

Mobambo, K, Gauhl F, Vuylsteke D, Ortiz R, Pasberg-Gaulh R, Swennen R (1994) Yield loss in plantain from Black Sigatoka leaf spot and field performance of resistance hybrids. Field Crops Research 35: 35-42

Molina, G, Krauz J (1989) Actividad fitotóxica en extracto de cultivo de Mycosphaerella fijiensis var difformis y su uso para evaluar patrones de resistencia a la Sigatoka negra. Plant Disease 73(2): 142-144

Molina, GC, Krausz JP (1989) A phytotoxic activity in extracts of broth cultures of Mycosphaerella fijiensis var. difformis and its use to evaluate host resistance to Black Sigatoka. Plant Disease 73: 142-144

Mourichon, X (1995) Mycosphaerella fijiensis, Diversity and Possibilities for the early screening of germplasm for resistance. En: Jones, D (ed) The improvement and testing of Musa: A global partner ship. First Global conference of the international Musa testing program, pp. 47- 53 La Lima

Mourichon, X (2003) Overview of progress and results since the first international workshop on Mycosphaerella leaf spot disease of banana in 1989. En: Jacome, L, Lepoivre, P., Marín, D., Ortiz, R., Romero, R (Eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica. pp.11-18. INIBAP Montpellier

Mourichon, X, Fullerton RA (1990) Geographical distribution of two species Mycosphaerella musicola Leach (Cercospora musae) and M. fijiensis Morelet (C. fijiensis), respectively agents of Sigatoka Disease and Black Leaf Streak Disease in bananas and plantains. Fruits 45: 213-218

Mourichon, X, Lepoivre P, Carlier J (2000) Host-pathogens interactions. Chapter 2. Fungal disease of the foliage. Pp. 67-72 in Diseases of Banana, Abacá and Enset. (D.R. Jones, ed.). CABI publishing, Wallingford, Oxford, UK

Mourichon, X, Peter D, Zapater M (1987) Inoculation expérimentale de Mycosphaerella fijiensis Morelet, sur jeunes plantules de bananier issues de culture in vitro. Fruit 42(4):195-198

Niderman, T, Genetet I, Buryere T, Gees R, Stintzi A, Legrand M, Friting B, Mosinger E (1995) Pathogenesis-related PR-1 proteins are antifungal. Isolation and characterization of three 14-kilodalton proteins of tomato and of a basic PR-1 of tobacco with inhibitory activity against Phytophthora infestans. Plant Physiol. 108: 17-27

Novak, FJ, Afza R, Van-Duren M, Perea D, Conger MBV, Xiaolang T (1989) Somatic Embryogenesis and Plant Regeneration in Suspension cultures of Dessert (AA and AAA) and Cooking (ABB) Bananas (Musa spp.) BioTechnology 7:154-159

Okole, B, Schulz F (1997) Selection of Mycosphaerella fijiensis- resistant cell lines from micro-cross selection of banana and plantain. Plant cell Reports 16: 339-343

Orellana, P (1998) Introducción a la propagación masiva. En: Pérez, P(Ed) Propagación y mejora de plantas por biotecnología. Instituto de Biotecnología de las Plantas. pp. 125-133. IBP. Santa Clara

Ortiz, R, Vuylsteke D (1992) Inheritance of black sigatoka resistance and fruit parthenocarpy in triploid AAB plantain. Agronomy abstracts

Ortiz, R, Vuylsteke D (1993) The genetics of black sigatoka resistance, growth and yield parameters in 4x and 2x plantain-banana hybrids En: Ganry J (ed.) Breeding banana and plantain for resistance to diseases and pests, p. 379. CIRAD- INIBAP. Montpellier

Ortiz, R, Vuylsteke D, Fouré E, Akele S, Lawrence A (1993) Stability of black sigatoka resistance in TMPX germplasm. Musafrica 3:10-11

Ortiz, VE, Kaemmer D, Zhang HB, Muth J, Rodríguez MM, Arias CC, Andrew J (2005) Construction and characterization of a plant transformation-competent BIBAC library of the black Sigatoka-resistant banana Musa acuminata cv. Tuu Gia (AA). TAG Theoretical and Applied Genetics 110 (4): 706-713

Osusky, M, Zhou G, Osuska L, Hancock RE, Kay WW, Mitra S (2000) Transgenic plants expressing cationic peptide chimeras exhibit broad-spectrum resistance to phytopathogens. Nat. Biotechnol 18: 1162–1166

Pérez, JB (2000) Development and application of Agrobacterium-Mediated Genetic Transformation to increase Fungus-Resistance in Banana (Musa spp.). Ph. D. Thesis, K. U. Leuven, Belgium

Pérez, L (1997) Control de Sigatoka negra en Cuba: Un enfoque de manejo integrado de la enfermedad. INFOMUSA 7(1): 26-31

Pérez, JN, Gómez KR, Jimenez E, Orellana P (2000) Genetic improvement programa at the Institute of Plant Biotechnology. En: Arencibia AD (Ed) Plant Genetic engineering: Towards the third Millennium, pp. 107-117 La Habana

Rajasekaran, K, Stromberg KD, Cary JW, Cleveland TE (2001) Broad-spectrum antimicrobial activity in vitro of the synthetic peptide D4E1. J Agric. Food Chem. 49: 2799-2803

Rao, P, Ganapathi C, Suprasanna P y Bapat V (1993) Encapsulated shoot tips of banana: a new propagation and delivery system. INFOMUSA 2(2): 4-5

Remy, S (2000) Genetic Transformation of Banana (Musa sp.) for disease Resistance by Expression of Antimicrobial Proteins PhD Thesis KUL, Belgium

Remy, S, Buyens A, Cammue BP, Swennen R, Sagi L (1998) Production of transgenic banana plants expressing antifungal proteins. Acta Hort. 490: 433-436

Remy, S, Thiry E, Coemans B, Windelinckx S, Swennen R, Sági L (2005) Improved T-DNA vector for tagging plant promoters via high-throughput luciferase screening. BioTechniques 38(5):763-770

Rezzonico, E, Flury N, Meins F, Beffa R (1998) Transcripcional down-regulation by abscisic acidic pathogenesis-related â-1, 3-glucanase genes in tobacco cell culture. Plant Physiol. 117: 585-592

Robinson, JC (1996) Bananas and Plantains. Crop production science in Horticulture 5, CAB International. Wallingford

Robinson, JC, Fraser C, Eckstein K (1993) A field comparison of conventional suckers with tissue culture banana planting material over three crop cycles. Journal of Horticultural Science 68: 831- 836

Rodríguez, M, Álvarez M, García G (1997) Estrategias para el mejoramiento del banano y del plátano en Cuba. INFOMUSA 6(1): 12-13

Roux, N, Toloza A, Busogoro J, Panis B, Strosse H, Lepoivre P, Swennen R, Zapata F (2003) Mutagenesis and somaclonal variation to develop new resistance to Mycosphaerella leaf spot diseases. En: Jacome, L, Lepoivre P, Marín D, Ortiz R, Romero, R y Escalant, V (eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica pp. 239-250. INIBAP Montpellier

Rowe, P, Rosales FE (1996) Bananas and plantains. Fruit Breeding 1:167-211

Rowe, PR, Richardson DL (1975) Breeding Bananas for disease resistance, fruit quality and yield. Bulletin 1: 2-5

Sági L, Panis B, Remy S, Schoofs H, De Smet K, Swennen R, Cammue BPA (1995) Genetic transformation of banana and plantain (Musa) via particle bombardment. Bio/ Technology 13:481-485

Sagi, L, Remy S, Panis B, Swennen R, Volckaert G (1994) Transient gene expression in electroporated banana (Musa spp., cultivar Bluggoe, ABB group) protoplast isolated from regenerable embryogenic cell suspension. Plant Cell Reports. 13: 262-266

Segura, A, Moreno M, Molina A, Garcia-Olmedo F (1998) Novel defensin subfamily from spinach (Spinacia oleracea). FEBS Lett. 435: 159-162

Sela-Buurlage, MB, Ponstein AS, Bres-Vloemans SA, Melchers LS, VanDen-Elzen PJM, Cornelissen BJC (1993) Only specific tobacco (Nicotiana tabacum) chitinase and â-1, 3-glucanase exhibit antifungal activity. Plant Physiol 101: 857-863

Selitrennikoff, CP (2001) Antifungal proteins. Applied and Environmental Microbiology 67: 2883-2894

Sharrock, S, Frison E (1999) Musa production around the world. Trends, varieties and regional importance. Focus paper No.2. Annual Report INIBAP 1998. INIBAP, Montpellier. pp 41-46

Shepherd, K, Lacy DS (1968) Resistance of mature banana plants and seedlings to Fusarial wilt in Jamaica. First International Congress of Plant Pathology, Abstracts

Simmonds, NW (1966) Bananas. 2 nd. Ed. Londres, UK, Logmans

Simmonds, NW (1997) Pie in the sky. Tropical Agriculture Association Newsletter

Simoens, C, Montagu VM (1995) Genetic engineering in plants. Human Reproduction Update 1: 523-542

Smith, EF (1910) A Cuban banana disease. Science 31:754-755

Smith, MK, Drew RA (1990) Current Applications of Tissue Culture in Plant propagation and improvement. Australian Journal of Plant Physiology 17(3): 267 – 289

Smith, MK, Drew RA (1990) Growth and yield characteristics of dwarf off-types recovered from tissue cultured bananas. Australian Journal of Experimental Agriculture 30: 575-578

Stover, R, Simmonds N (1987) Bananas. Harlow 3rd ed. Longman Scientific & Technical. Essex, England

Stover, RH (1972) Banana, Plantain and Abaca Diseases. Commonwealth Agricultural Bureaux, Slough, England

Sun, EJ, Su HJ (1984) Rapid method for determining differential pathogenicity of Fusarium oxysporum f. sp. cubense using banana plantlets, Trop. Agr. 61: 7-8

Swennen, R, Vuylsteke D (1991) Preliminary results at IITA in breeding plantain for black sigatoka resistance in Africa. En: Anez B, Nava C, Sosa L, Jaramillo R, (eds.) Proceedings of the 9th ACORBAT meeting, Merida, Venezuela, 24-29 sep, 1989, pp. 235-244. INIBAP Montpellier

Swennen, R, Vuylsteke D (1993) Breeding black sigatoka resistant plantains with a wild banana. Tropical agriculture 70:74-78

Swennen, R, Arinaitwe G, Cammue B, Francois I, Panis B, Sági L, Santos E, Strosse H, Van-Den-Houwe, I (2003) Transgenic approaches for resitance to Mycosphaerella leaf spot disease in Musa spp. En: Jacome, L, Lepoivre P, Marín D, Ortiz R, Romero R y Escalant V (eds) Mycosphaerella leaf spot disease of bananas, present status and outlook. Proceeding of the Workshop on Mycosphaerella leaf spot disease held in San José, Costa Rica, pp. 209-238. INIBAP Montpellier

Swennen, R, Vuylsteke D, Hahn Sk (1989) Combating the black sigatoka threat to plantains. IITA research briefs 9(2):2-4

Swennen, R, Vuylsteke D, Ortiz R (1995) Phenotypic diversity and patterns of variation in Wets and Central African plantains (Musa spp; AAB group Musaceae). Economic Botany 49(3): 320-327

Vakili, NG (1965) Fusarium wilt resistance in seedlings and mature plants of Musa species, Phytopathology 55: 135-140

Ventura, J, Mener V, López J, García M, Rodríguez S, García J, Reynaldo D (1998) Manejo de los explantes en inmersión temporal, clon de banano FHIA-18. III Encuentro Latinoamericano de Biotecnología Vegetal. Palacio de las Convenciones de la Habana. FAO. Cuba

Veronese, P, Ruiz MT, Coca MA, Hernández LA, Lee H, Ibeas JI, Damsz B, Pardo JM, Hasegawa PM, Bressan RA, Narasimhan ML (2003). In defense against Pathogens. Both Plant Sentinels and Foot Soldiers need to know the Enemy. Plant Physiol 131: 1580-1590

Vuylsteke, D (1998) Field performance of banana micropropagules and somaclones. En: SM Jain, DS Brar y BS Ahloowalia (eds). Somaclonal Variation and Induced Mutation in Crop Improvement, pp. 219-231. Kluwer Academic Publishers Dordrecht

Vuylsteke, D, Ortiz, R, Ferris, RSB, Crouch, JH (1997) Plantain improvement. Plant Breeding Reviews 14: 267-320

Vuylsteke, D, Ortiz R (1993) Diploid plantains with black sigatoka resistance. Musafrica 2:1-2

Vuylsteke, D, Swennen R (1988) Preliminary report on the vigour and black sigatoka reaction of some east african bananas, cultivated under humid lowland conditions in Nigeria. Musarama 1(1):2-3

Vuylsteke, D, Ortiz R, Swennen R (1993) Genetic improvement of plantains at IITA. En: Ganry J, (Ed.) Breeding banana and plantain for resistance to diseases and pests, pp. 267-282 CIRAD- INIBAP. Montpellier

Vuylsteke, D, Ortiz R, Swennen R (1993) Genetic improvement of plantains and bananas at IITA. Infomusa 2(1):10-12

Vuylsteke, D, Ortiz R, Swennen R (1994) Breeding plantain hybrids for resistance to black sigatoka. IITA research 8 (3): 9-14

Vuylsteke, D, Swennen R, De-Langhe E (1990) Tissue culture technology for the improvement of african plantains. En: Fullerton RA, Stover RH (Eds.) Sigatoka leaf spot diseases of

bananas: Proceedings of an international workshop, San José, Costa Rica, march 1989, pp. 316-337. INIBAP. Montpellier

Vuylsteke, DR (1989) Shoot-tip culture for the propagation, conservation and exchange of Musa germplasm. Practical manuals for handling crop germplasm in vitro 2. Rome

Vuylsteke, DR, Swennen RL, De-Langhe ED (1997) Performance of Somaclonal Variants of Plantain (Musa spp., AAB Group). Amer Soc Hort Sci. 121:42-46

Vuylsteke, DR, Ortiz R (1996) Field performance of conventional vs. in vitro propagules of plantain (Musa spp., AAB group). Hortscience 31(5): 742-762

Xia, XF, Sui SF (2000) The membrane insertion of trichosanthin is membrane surface pH dependent. Biochemical Journal 349: 835-841

Yun, DJ, Bressan RA, Hasegawa PM (1997) Plant antifungal proteins. Plant Breeding Rev.14: 39-88

Yun, GP, Shi YL, Wang WP, Liu WY (1998) Cation channel formed at lipid bilayer by Cinnamomin, a new type II ribosome inactivating protein. Toxicon 37: 1313-1322

Zasloff, M (1987) Magainins, a class of antimicrobial peptides from Xenopus skin: isolation, characterization of two active forms and partial cDNA sequence of a precursor. Proc. Natl. Acad. Sci. 84:5449–5453



Copyright (c) 2016 Biotecnología Vegetal

Biotecnología Vegetal eISSN 2074-8647, RNPS: 2154. ISSN 1609-1841, RNPS: 0397 Editada por: Instituto de Biotecnología de las Plantas. Universidad Central Marta Abreu de Las Villas. Carretera a Camajuaní km 5.5, Santa Clara, Villa Clara, Cuba CP 54 830 Tel: 53 42200124, e-mail: info@ibp.co.cu

Licencia Creative Commons
Biotecnología Vegetal está bajo una Licencia Creative Commons Atribución-NoComercial 4.0 Internacional.